糖尿病已成为严重威胁人类健康的疾病之一。目前全球30%~50%的终末期肾病是由糖尿病引起，糖尿病肾病（diabetes nephropathy, DN）也已成为中老年人步入肾功能衰竭透析的首要原因^[1]。糖尿病是胰岛素分泌不足和（或）胰岛素敏感性下降，导致机体糖、脂肪和蛋白质代谢紊乱，进而出现各组织、器官的慢性并发症^[2]。随着人们运动越来越少以及饮食结构的变化，2型糖尿病（Type 2 diabetes, T2DM）发病率亦呈现逐年上升的趋势^[3]。而T2DM和DN的防治多采用西药治疗，其毒副作用大，所以遴选有效的药食同源物质成为研究热点，也具有重要的临床意义。

根皮素（Phloretin）是二氢查尔酮类化合物，多存在于苹果、草莓、多穗柯甜茶等植物中，也是美白中草药白刺藜子和白鲜皮的主要黄酮类活性成分，具有抗炎、抗氧化、抗肿瘤、保护血管和免疫调节等多种功能^[4-7]。根皮素的安全性也得到了学术界的广泛认同，目前已在医药、食品、化妆品、植物组织培养等多个领域应用^[8]。根皮素在抗DN中也取得了一定的研究成果^[9]。根皮素能增加胰岛素敏感性，改善糖脂代谢，抑制近端肾小管对葡萄糖的重吸收，减轻糖尿病时肾脏损伤等^[10]。免疫炎症反应和氧化应激是DN发病的重要病理机理^[11]。转录因子E2相关因子2（nuclear factor E2-related factor 2, Nrf2）/血红素加氧酶-1（heme oxygenase-1, HO-1）是调控氧化还原稳态的重要信号通路。核苷酸结合寡聚化结构域样受体蛋白3（nucleotide binding oligomerization domain-like receptor protein 3, NLRP3）炎症小体是目前炎症反应机制研究的焦点。根皮素改善DN的肾功能是否与炎症反应、氧化应激和Nrf2/HO-1/NLRP3通路有关，鲜见报导。

本研究采用高糖高脂联合腹腔注射链脲佐菌素（streptozotocin, STZ）法建立T2DM模型小鼠，连续根皮素治疗后，观察肾功能和肾脏病理形态学变化，明确根皮素是否可以保护肾功能改善肾纤维化；并检测肾组织氧化应激和Nrf2/HO-1/NLRP3通路相关蛋白表达，初步探明根皮素对DN的分子保护机制，以期为根皮素的临床应用提供理论支撑。

1.   材料与方法

1.1   材料与仪器

雄性C57BL/6N小鼠　洁净级，体质量20~30 g，购于河南省实验动物中心，动物许可证号：SCXK（豫）2017-0006，动物所处环境设施条件、饲养环境都符合医学实验要求。提供基础饲料的标准为含有57%糖、6%脂肪、22%蛋白质、8%纤维素以及含有7%的其他营养成分，此标准参考课题组前期的研究^[12]。河南省实验动物中心提供的高能饲料：60%基础饲料、20%猪油和20%蔗糖；STZ 美国Sigma公司；根皮素（纯度>98%）　山东普利斯公司；二甲双胍　辽宁奥达制药有限公司；脱脂奶粉　北大荒完达山乳业股份有限公司；Nrf2抗体、HO-1抗体、α-平滑肌肌动蛋白（α-smooth muscle actin, α-SMA）抗体、胶原蛋白Ι（Collagen Ι）抗体、E-cadherin抗体、NLRP3抗体、白细胞介素-1β（serum interleukin-1β, IL-1β）抗体、Gasdermin D（GSDMD）抗体、β肌动蛋白（β-actin）抗体　美国Genetex公司；Massion染色试剂盒、Tris Buffer Solution Tween（TBST）洗涤缓冲液、二氨基联苯胺（diaminobenzidine, DAB）显色液、增强化学发光（enhanced chemiluminescence, ECL）试剂盒、辣根过氧化物酶（horseradish peroxidase, HRP）标记试剂盒　北京索莱宝科技有限公司；β2-微球蛋白（β2-microglobulin, β2-MG）试剂盒　南京建成生物工程研究所；苏木素伊红（hematoxylin eosin, HE）染色试剂盒、谷胱甘肽过氧化物酶（glutathione peroxidase, GSH-Px）活性试剂盒、丙二醛（malondialdehyde, MDA）含量试剂盒、IL-1β和白细胞介素-18（interleukin-18, IL-18）检测试剂盒　上海碧云天生物技术有限公司。

CM1900-1-1切片机　德国Leica；BX53倒置光显微镜　日本OLYMPUS；MiVnt显微生物图像分析系统　北京瑞宏诚科技发展有限公司；AU5800全自动生化分析仪　美国BECKMAN COULTER；UV7501紫外分光光度计　无锡科达仪器厂；Mini-PROTEAN蛋白电泳及Mini Trans-Blot蛋白转移系统　美国Bio-Rad公司。

1.2   实验方法

1.2.1   模型建立、分组与给药

雄性C57BL/6N小鼠于环境温度20～22 ℃，适应性喂养1周后，建立T2DM小鼠模型^[13]，随机血糖≥16.65 mmol/L为糖尿病小鼠。每组10只，小鼠被随机分为正常对照组、糖尿病模型组、二甲双胍组（500 mg/kg·d）和根皮素低、中和高剂量组（100、200和400 mg/kg·d，根皮素的浓度为10 g/L，使用前用生理盐水配制）灌胃的给药方式，治疗12周。正常对照组及模型组用等体积生理盐水灌胃。实验期间的全部小鼠均给予准饲料喂养，不限制饮水量，每周进行一次血糖和体重的测量。

1.2.2   采集和处理标本

根皮素治疗12周末，禁食12 h，晨起心脏取血，进行离心过后放置于−70 ℃冰箱保存备用；然后将小鼠脱颈处死，剖开腹腔，取左右肾。两肾脏去掉外层包膜，天平秤进行称量，再利用下述肾指数公式计算各只小鼠肾指数大小。其中一肾，用于免疫印迹（Western blot）检测其肾组织蛋白含量的表达；另一肾放置多聚甲醛广口瓶，进行固定备用。

1.2.3   血尿素氮（blood urea nitrogen, BUN）、肌酐（serum creatinine, Scr）及尿β2-MG测定

用AU5800全自动生化分析仪测血BUN和Scr，采用化学发光免疫分析法按照试剂盒说明书测定尿β2-MG的含量^[14]。

1.2.4   血清IL-1β、IL-18测定

血清IL-1β、IL-18的测定采用ELISA法，实验操作遵照试剂盒的说明书步骤进行。

1.2.5   HE染色观察肾脏组织形态

取出4%多聚甲醛固定的一个肾脏，进行常规的脱水、透明和石蜡包埋；用二甲苯脱蜡两遍，每遍10 min左右；再分别用无水酒精Ⅰ、无水酒精Ⅱ以及95%和80%的梯度酒精分别再洗1次，每次1 min；用苏木素进行染色10 min；后用自来水再次漂洗；30 s后用氨水返蓝，再用行自来水漂洗；伊红浸泡2 min后，再用自来水漂洗干净为止；依次用80%和90%的梯度酒精再各脱水1 min，用无水酒精脱水2次，每一次5 min；透明5 min用二甲苯浸泡；封片用中性树胶；显微镜观察肾形态学改变。

1.2.6   Masson染色观察肾组织纤维化改变

取部分肾组织切片，严格按照Masson三色染色试剂盒说明书进行染色，显微镜下观察肾组织发生纤维化的情况，以胶原纤维组织的分布为准（呈现蓝色着色）所占面积的百分比计算胶原容积分数（collagen volume fraction, CVF）。

1.2.7   肾组织MDA、GSH-Px测定

取肾组织约150 mg，制备10%的组织匀浆，离心（2500 r·min⁻¹离心10 min），取上清放置4 ℃备用。GSH-Px和MDA应用紫外分光光度计测定，按照试剂盒说明书操作^[15]。

1.2.8   免疫组化检测肾组织蛋白含量

根据常规操作，取部分肾组织切片，分别进行烤片、脱蜡至水、热修复抗原、封闭用山羊血清液；滴加α-SMA、Collagen Ι、E-cadherin一抗（1:200稀释），4 ℃孵育1 h，滴加二抗和HRP标记链亲和素分别孵育10 min，再滴加DAB显色液，用苏木素再次染色、用梯度酒精依次进行脱水、行二甲苯进行透明然后封片结束，用显微镜观察。α-SMA、Collagen Ι和E-cadherin的蛋白表达的阳性判断依据细胞或其周围的棕黄色或棕褐色颗粒。依据染色结果，半定量法计量各组小鼠肾内α-SMA、Collagen Ι、E-cadherin的蛋白水平。在400倍镜下，每张切片需随机选取不可以重复的5个阳性视野，要计算其平均数值，定为该张切片的阳性表达量。此过程拍照后，图象后结合Image J软件分析。

1.2.9   Western blot检测肾组织蛋白表达

将50 mg肾组织置于冰上剪碎并且匀浆，加入1 mL裂解液后，放在冰上静约30 min，4 ℃、1200 r/min离心15 min取上清液，测量总蛋白浓度，然后100 ℃水浴，使其变性10 min，进行电泳分离蛋白。电泳结束后，剥离凝胶漂洗30 min。200 V恒压转移1.5 h，转至聚偏二氟乙烯（polyvinylidene fluoride, PVDF）膜上，做好标记。然后加入5%的脱脂奶粉，至完全将膜覆盖，37 ℃孵育1 h进行膜封闭。然后，从封闭液中取膜再加入Nrf2、HO-1、NLRP3、IL-1β和GSDMD的一抗溶液（2.5%的PBST溶解的脱脂奶粉1:3000稀释一抗）中，用37 ℃水浴箱温浴l h，用TBST漂洗2次，每次15 min，后用TBST漂洗15 min。然后将 PVDF膜放入HRP标记的羊抗鼠IgG溶液，用2.5%的TBST溶解的脱脂奶粉1:1000稀释，再行37 ℃水浴箱再次温浴1 h，用TBST液漂洗3次，每次15 min，再加入ECL试剂曝光显影，通过Image J软件分析。

1.3   数据处理

所有实验数据计量资料用均数±标准差（$\bar {\rm x} \pm {\rm s}$）表示，应用SPSS 20.0统计软件进行分析，各组间比较采用单因素方差分析，组间两两比较采用LSD-t检验方法，P<0.05为差异有统计学意义。

2.   结果与分析

2.1   根皮素对小鼠肾脏病理学的影响

肾脏是最重要的排泄器官，约50%的葡萄糖在肾脏代谢。糖尿病时肾脏存在高灌注、高跨膜压和高滤过，长期高血糖会导致肾小球体积增大，毛细血管表面积增大，从而导致肾小球血流量增加，毛细血管压强升高，进而发生肾脏病理改变^[16]。各组小鼠HE染色肾脏病理学改变如图1所示。正常对照组符合正常小鼠处死后的肾小球结构特征，其结构清晰，肾小球大小一致，基底膜无明显增厚，系膜区域基质无增加，系膜细胞和内皮细胞无增加；糖尿病模型组小鼠与正常对照组比较，其肾小球体积增大，多呈分叶状（黑色圆圈），肾小球血管壁见大量的玻璃样变性，基底膜和系膜轻度增厚改变（黑色箭头）；二甲双胍组、根皮素中和高剂量组与糖尿病模型组比较，小鼠肾小球体积缩小，未见分叶状改变（黑色圆圈），血管壁玻璃样变性减少（黑色箭头）。提示根皮素可以改善糖尿病肾脏病理改变，能保护T2DM时的肾损害。

图  1  根皮素对各组小鼠肾脏病理学的影响（HE染色，200×）

注：A：正常对照组；B：糖尿病模型组；C：二甲双胍组；D、E、F：根皮素低、中、高剂量组；图2~图7同。

Figure  1.  Effect of phloretin on renal pathology in mouse (HE staining, 200×)

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2.2   根皮素对小鼠肾纤维化的影响

各组小鼠Masson染色肾纤维化的形态学改变如图2所示。正常对照组小鼠的肾小球、肾小管间质和肾血管壁可见少量丝状胶原沉积；糖尿病模型组较正常对照组小鼠的肾小球和肾小管间质胶原的沉积量CVF极显著增多（P<0.01），呈弥漫性分布；根皮素中剂量组和二甲双胍组的小鼠肾组织CVF较模型组有显著改善（P<0.05），根皮素高剂量组的纤维化改善程度极显著（P<0.01）。肾纤维化是DN走向终末期肾病的重要原因之一。肾小球肥大、细胞外基质合成增加、肾小管基底膜破坏和间质浸润介导肾小管间质纤维化，逐渐发展成为DN^[17]。该结果表明根皮素可以改善糖尿病小鼠肾脏纤维化。

图  2  根皮素对各组小鼠肾脏病理学改变的影响（Masson染色，400×）

注：与正常对照组比较：^▲P<0.05，^▲▲P<0.01；与糖尿病模型组比较：^*P<0.05，^**P<0.01；图3~图7，表1~表2同。

Figure  2.  Effect of phloretin on pathological changes of kidney in mouse (Masson stain, 400×)

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2.3   根皮素对小鼠肾脏α-SMA、Collagen Ι和E-cadherin蛋白表达的影响

为进一步探究肾纤维化的分子机理，本研究采用免疫组化法观察肾脏α-SMA、Collagen Ι和E-cadherin蛋白表达。研究认为α-SMA是促肾纤维化的标志物^[18]。本研究结果如图3显示：与正常对照组比较，糖尿病模型组中α-SMA蛋白表达极显著增加（P<0.01）；与糖尿病模型组相比，根皮素中、高剂量组和二甲双胍组中的小鼠肾组织α-SMA表达显著降低（P<0.05或P<0.01）。Collagen Ι为另一重要的促纤维化因子^[19]，如图4显示：与正常对照组比较，糖尿病模型组中Collagen Ι蛋白表达极显著提高（P<0.01）；与糖尿病模型组相比，根皮素中、高剂量组和二甲双胍组中小鼠肾组织的Collagen Ι表达极显著降低（P<0.01）。研究认为，提高肾组织E-cadherin蛋白的表达，能抑制多种成纤维细胞标志物的表达，可以有效抑制组织器官纤维化的进展^[20]。由图5可知：与正常对照组比较，糖尿病模型组中E-cadherin蛋白表达极显著降低（P<0.01）；与糖尿病模型组相比，根皮素中、高剂量组和二甲双胍组中的小鼠肾组织E-cadherin表达极显著升高（P<0.01），而根皮素中、高剂量组间没有显著性差异（P>0.05）。综上所述：根皮素可以通过抑制肾脏α-SMA、Collagen Ι蛋白和提高E-cadherin蛋白表达量来改善肾纤维化的发展。

图  3  根皮素对各组小鼠肾脏α-SMA蛋白表达的影响（免疫组化SP法，400×）

Figure  3.  Effect of phloretin on α- SMA protein expression in mouse kidney (immunohistochemical SP method, 400×)

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图  4  根皮素对各组小鼠肾脏Collagen Ι蛋白表达的影响（免疫组化SP法，400×）

Figure  4.  Effect of phloretin on Collagen Ι protein expression in mouse kidney (immunohistochemical SP method, 400×)

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图  5  根皮素对各组小鼠肾脏E-cadherin蛋白表达的影响（免疫组化SP法，400×）

Figure  5.  Effect of phloretin on E-cadherin protein expression in mouse kidney (immunohistochemical SP method, 400×)

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2.4   根皮素对小鼠MDA、GSH-Px、BUN和Scr的比较

糖尿病时存在氧化应激，同时氧化应激可加重肾损伤^[21]。MDA是机体脂质氧化的终产物，其含量可反映细胞损伤的程度；GSH-Px是机体重要的抗氧化物质，其活性高低可提示机体抗氧化能力的强弱^[22]。因此MDA含量和GSH-Px的活性是氧化应激检测的重要指标。表1结果显示，糖尿病模型组小鼠MDA含量与正常对照组相比极显著升高（P<0.01），GSH-Px活性极显著下降（P<0.01），表明糖尿病小鼠处于氧化应激状态；与糖尿病模型组相比，根皮素中、高剂量组和二甲双胍组的小鼠MDA含量极显著减少（P<0.01），而GSH-Px活性显著增加（P<0.05），说明根皮素具有抗氧化应激作用。BUN和Scr是反映肾脏功能的重要指标。表1显示糖尿病模型小鼠BUN、Scr与正常对照组比较显著升高（P<0.05）；与糖尿病模型组相比，根皮素中、高剂量组和二甲双胍组小鼠的BUN、Scr极显著减少（P<0.01）。综上，根皮素具有抗氧化应激并保护DN小鼠肾功能的作用。

表  1  根皮素对各组小鼠MDA、GSH-Px、BUN和Scr含量的影响

Table  1.  Effect of phloretin on MDA, GSH-Px, BUN and Scr content of mice in each group

组别	剂量（mg/kg）	MDA（μmol/L）	GSH-Px（U/mL）	BUN（mmol/L）	Scr（μmol/L）
正常对照组组	−	11.13±1.86	175.88±19.89	6.99±0.56	42.2±4.0
糖尿病模型组	−	21.21±4.03▲▲	138.13±12.12▲▲	16.23±1.42▲	61.7±7.6▲
二甲双胍组	500	14.87±2.43**	151.22±12.78*	11.87±0.87**	51.8±5.1**
根皮素低剂量组	100	20.71±2.86	139.32±13.76	15.34±1.02	60.0±7.1
根皮素中剂量组	200	14.91±2.66**	159.31±14.89*	11.04±0.99**	50.9±5.5**
根皮素高剂量组	400	13.88±2.01**	167.88±16.99*	10.23±0.98**	49.8±4.9**

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2.5   根皮素对小鼠血清IL-1β、IL-18、肾肥大指数和尿β2-MG的比较

糖尿病肾纤维化的发病机理复杂，除了糖代谢异常，氧化应激，细胞因子作用外，炎症反应作为共同的下游通路，也介导了DN的发生发展^[23]。炎症因子IL-18可以促进单核细胞和巨噬细胞产生IL-1β、TNF-α和细胞间粘附分子，使细胞外基质α-SMA、Collagen Ι等合成增加^[24]。这些炎性因子共同作用，使肾小球滤过率降低，最终对肾脏造成损害，从而促使肾小管间质纤维化。氧化应激可以引起炎症，炎症反应加剧氧化应激^[25]，进一步导致肾脏结构和功能的改变。尿β2-MG是检测糖尿病肾脏早期肾损伤的敏感指标^[26]。表2结果显示：糖尿病模型组小鼠与正常对照组比较，血清促炎因子IL-1β和IL-18显著升高（P<0.05）；二甲双胍组和根皮素中、高剂量组小鼠的IL-1β、IL-18极显著下降（P<0.01）。提示根皮素可以抑制血清炎症反应。表2显示糖尿病模型组小鼠肾肥大指数和尿β2-MG与正常对照组比较显著升高（P<0.05），二甲双胍组和根皮素中、高剂量组小鼠的肾肥大指数和尿β2-MG极显著下降（P<0.01）。提示根皮素可以抑制糖尿病时肾脏肥大并减少尿蛋白作用减轻肾损伤，这可能与根皮素降低炎症因子IL-1β、IL-18减轻炎症反应有关。

表  2  根皮素对各组小鼠血清IL-1β、IL-18、肾肥大指数和尿β2-MG含量的影响

Table  2.  Effect of phloretin on serum IL-1β, IL-18, renal hypertrophy index and urine β2-MG content of mice in each group

组别	剂量（mg/kg）	IL-1β（pg/mL）	IL-18（ng/mL）	肾脏肥大指数（×10−3）	β2-MG（mg/24 h）
正常对照组	−	2.24±0.14	35.13±2.01	2.6±0.5	15.67±2.25
糖尿病模型组	−	5.67±0.24▲	98.77±6.14▲	6.7±0.6▲	42.46±8.67▲
二甲双胍组	500	3.36±0.14**	52.718±4.89**	3.8±0.1**	24.11±7.34**
根皮素低剂量组	100	5.54±0.25	91.67±6.57	6.1±0.5	44.21±8.35
根皮素中剂量组	200	3.34±0.15**	52.718±4.87**	3.8±0.3**	24.87±7.75**
根皮素高剂量组	400	3.21±0.12**	49.49±4.77**	3.7±0.2**	23.23±6.99**

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2.6   根皮素对小鼠肾脏Nrf2、HO-1蛋白表达的影响

Nrf2是通过诱导调控细胞内II相解毒酶和抗氧化酶的组成和诱导表达，能改善机体氧化应激状态，促进细胞生存，维持细胞氧化还原稳态的重要氧化还原敏感型转录因子^[27]。当处于氧化应激状态下，氧化还原平衡被打破，Nrf2被活化，从Keap1释放并转移至细胞核，并与核内抗氧化反应元件ARE结合，调控下游目标基因HO-1的转录和表达。活化Nrf2也是机体抗氧化损伤的关键方法之一^[28]。Nrf2的活化抑制氧化性应激的产生，促使GSH释出^[29]，对炎症性反应进行直接或间接调节。通过对Nrf2/HO-1信号通路的调控，进而增强抗氧化应激作用以达到保护肾脏结构和功能的药物的研究，具有重要的潜在价值。本研究观察了根皮素对糖尿病小鼠肾脏Nrf2、HO-1蛋白表达的影响，由图6可知：糖尿病模型组小鼠与正常对照组比较，其肾脏Nrf2和HO-1蛋白表达极显著下降（P<0.01）；二甲双胍组和根皮素中、高剂量组的小鼠Nrf2和HO-1蛋白表达与糖尿病模型组相比，显著升高（P<0.05）。提示根皮素可以提高肾脏Nrf2/HO-1通路蛋白表达调控氧化应激反应，提升肾脏抗氧化能力，维持糖尿病时氧化还原的稳态。

图  6  根皮素对各组小鼠肾脏Nrf2、HO-1蛋白表达的影响

Figure  6.  Effect of phloretin on Nrf2 and HO-1 protein expression in mouse kidney

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2.7   根皮素对小鼠肾脏NLRP3、IL-1β和GSDMD蛋白表达的影响

NLRP3炎症小体是一种细胞内蛋白复合物，是目前炎症机制研究的热点^[30]。在Nrf2表达升高的情况下，抑制NLRP3炎性小体的活化，从而改善了小鼠的肾功能^[31]。同样在细胞中，沉默足细胞Nrf2基因可以减少表达，同时也会增加NLRP3炎性小体的活化。Nrf2的表达不受高葡萄糖环境的影响，但Nrf2表达减少，NLRP3炎性小体表达增加^[32]。图7显示，糖尿病模型组小鼠与正常对照组比较，肾脏NLRP3、IL-1β和GSDMD蛋白表达极显著升高（P<0.01）；二甲双胍组和根皮素中、高剂量组的小鼠NLRP3、IL-1β和GSDMD与糖尿病模型组相比极显著下降（P<0.01）。研究表明，NLRP3炎症小体的启动在胰岛素抵抗的病理生理中起着核心作用，而NLRP3炎症小体启动后，分泌出大量成熟的IL-18、IL-1β和GSDMD，高水平的IL-1β可导致肥胖个体对胰岛素不敏感，活化的IL-18和IL-1β一方面可直接损伤胰岛β细胞；另一方面，持续的级联炎症反应会加重β细胞的损伤和死亡^[33]。本研究结果表明糖尿病状态下，Nrf2表达降低，NLRP3炎症小体被启动，而根皮素可以提升Nrf2蛋白抑制NLRP3、IL-1β和GSDMD蛋白表达，抑制抗炎反进而应抑制糖尿病肾病肾损伤的病理进程，推测此过程可能与根皮素调控Nrf2/NLRP3/IL-1β/GSDMD轴密切相关。

图  7  根皮素对各组小鼠肾脏NLRP3、IL-1β和GSDMD蛋白表达的影响

Figure  7.  Effect of phloretin on NLRP3, IL-1β and GSDMD protein expression in mouse kidney

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3.   结论

本实验采用链脲佐菌素诱导的T2DM小鼠模型，研究了根皮素对DN的影响。根皮素可以改善DN的肾脏病理改变，使肾小球体积明显减小、系膜增生明显减少，肾小球和肾间质纤维化明显减轻，能降低血BUN、Scr、尿β2-MG保护肾功能。在实验中，经根皮素中、高剂量治疗后，肾组织MDA含量降低GSH-Px活性升高，且肾内Nrf2和HO-1蛋白显著提高，根皮素调控了肾内氧化还原稳态；同时根皮素可以降低血清炎症因子IL-1β、IL-18及肾组织炎症小体NLRP3、IL-1β和GSDMD蛋白表达。揭示根皮素具有良好的抗炎和抗氧化作用。

综上研究，根皮素对DN的保护作用可能与调控Nrf2/HO-1/NLRP3通路抑制氧化应激和炎症反应有关。根皮素来源广泛，且经济易得、价格低廉，因此对于开发和应用根皮素降糖膳食补充剂和研究降糖生物活性及药理作用具有积极意义。但DN的发生发展复杂，涉及多条信号通路，因此探究根皮素对DN的保护机制尤其分子间交互作用的影响有待进一步研究。