提取方法对覆盆子多糖理化性质和体外生物活性的影响

田颖鹏; 陈洁; 汪磊; 许飞

doi:10.13386/j.issn1002-0306.2021090060

提取方法对覆盆子多糖理化性质和体外生物活性的影响

河南工业大学粮油食品学院，河南郑州 450001

基金项目: 河南工业大学自科创新基金支持计划（2020ZKCJ13）；国家自然科学基金青年基金项（32001678）。

详细信息

作者简介:
田颖鹏（1996−），男，硕士研究生，研究方向：食品加工，E-mail：tianyingpeng2021@163.com

通讯作者:
汪磊（1989−），男，博士，讲师，研究方向：功能碳水化合物，Email：wlei0904@163.com

中图分类号: TS201.1
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出版历程
- 收稿日期: 2021-09-05
- 网络出版日期: 2022-02-20
- 刊出日期: 2022-04-14

Effects of Extraction Methods on the Physicochemical Properties and Bioactivities in Vitro of Raspberry (Rubus idaeus L.) Polysaccharides

College of Food Science and Technology, Henan University of Technology, Zhengzhou 450001, China

摘要

摘要: 本论文对覆盆子采取热水提法、碱提法、酸提法和酶提法提取覆盆子多糖（raspberry polysaccharides，RAPs），研究其对多糖的物化性质和体外生物活性的影响。利用扫描电镜和傅里叶红外光谱对多糖的微观结构和官能团进行表征，通过HR-1 Discovery混合流变仪对其流变性质进行测定，以DPPH、ABTS⁺和羟自由基的清除率评价其抗氧化活性，以α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶抑制率评价其降血糖活性，并以结合油、胆固醇和胆酸钠的能力来评价其降血脂活性。结果表明，不同提取方法对覆盆子多糖的提取率、相对分子量、化学组成含量、流变学特性、持油力、胆酸钠和胆固醇结合能力的影响各不相同。与其他三种提取方法得到的多糖相比，酶提法得到的覆盆子多糖具有较高的相对分子量（5.80×10⁵ Da）和表观粘度，且在体外生物活性方面，其抗氧化活性和酶（α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶）抑制能力也较强；同时，酶提法得到的覆盆子多糖表现出较高的持油能力（6.61±0.13 g/g）、胆固醇结合能力（29.59±0.41 mg/g）和对胆酸钠的结合能力（83.55%±0.16%）。综上，相对于另外三种方法，酶提法提取的多糖展现出较强的体外生物活性，故本研究结果可为覆盆子多糖在制药和功能食品中的分离与应用提供科学理论依据。
- 覆盆子 /
- 多糖 /
- 提取方法 /
- 物化性质 /
- 体外生物活性
Abstract: To determine the effects of extraction on the physicochemical properties and bioactivities in vitro of raspberry polysaccharides (raspberry polysaccharides, RAPs), water extraction, alkali extraction, acid extraction and enzyme extraction methods were studied. The microstructure of the polysaccharides and function groups were characterized by scanning electron microscopy and Fourier transform infrared spectroscopy. The rheological properties of the polysaccharide were determined by HR-1 Discovery mixed rheometer. Additionally, the antioxidant activities were evaluated by DPPH, ABTS⁺ and hydroxyl radical scavenging activities, and the hypoglycemic activities were analyzed by α-amylase and α-glucoside inhibition. Furthermore, their hypidemic activities were evaluated by their oil, cholesterol and sodium cholate binding activities. The results showed that extraction yields, total polysaccharides and their molecular weights, constituent monosaccharides, proteins and phenolic compounds, rheological properties and binding capacities in vitro of the RAPs varied depending on the extraction method employed. RAPs obtained by enzyme extraction exhibited the highest molecular weight (5.80×10⁵ Da) and apparent viscosity. Moreover, in terms of biological activity, they showed strong antioxidant activities and significant α-amylase and α-glucosidase inhibitory effects. And the raspberry polysaccharides obtained by enzyme extraction exhibited higher cholesterol binding capacity (22.92±0.41mg/g) and bile acid-binding capacity (83.55%±0.16%). In conclusion, compared with the other three methods, polysaccharides extracted by enzyme extraction showed stronger biological activity in vitro. The results from this study might provide a scientific basis for the isolation and application of RAPs in the pharmaceutical and functional food industries.
- : Rubus idaeus L. /
- polysaccharide /
- extraction methods /
- physicochemical properties /
- bioactivities in vitro

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覆盆子（Rubus idaeus L.）作为悬钩子属蔷薇科的一种，广泛分布在欧洲、亚洲和北美的温带地区。覆盆子是一种重要的经济水果作物，因其风味和颜色而备受赞誉^[1]。目前，天然覆盆子多糖被广泛应用于食品加工和制药等领域。成熟的覆盆子果实主要运用于鲜果市场和商业加工成果浆、果汁、蜜饯等食品，覆盆子因其含有较高的生物活性成分，如多糖，抗坏血酸，矿物质和花青素而引起人们关注的兴趣^[1]。

心血管疾病通常是由于高胆固醇、高甘油三酯、高血压和肥胖引起的。有研究表明，多糖具有较高的胆汁酸、油和胆固醇结合能力，可以显著降低高脂血症；这种脂质减少是由于多糖结合胆汁酸，并使其通过肠道排泄出来；这会刺激肝脏中胆固醇的代谢，降低血清总胆固醇和低密度脂蛋白胆固醇，从而降低心血管疾病的风险^[2]。α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶是人体消化的两种关键酶，α-淀粉酶能水解淀粉形成低聚糖，如麦芽糖，α-葡萄糖苷酶可以将淀粉和低聚糖水解为葡萄糖；通过降低胰岛素对餐后血糖峰值的敏感性，控制α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶的活性有助于降低糖尿病及其并发症的风险^[3]。Yu等^[1]研究发现，覆盆子粗多糖在具有抗肿瘤作用的同时，也减轻了患癌小鼠由于化疗药物造成的肝脏和肾脏的损伤。多糖的提取通常是通过化学方法，酶法和物理方法裂解其细胞壁使其释放碳水化合物来实现的^[4]。提取工艺会影响多糖的分子量和结构从而进一步影响其生物活性。到目前为止，关于不同提取工艺对覆盆子多糖结构和生物活性的影响目前研究甚少。

本论文研究不同提取方法对覆盆子多糖理化性质（结构、组成、流变学特性、结合能力）和生物活性（抗氧化活性、α-淀粉酶/α-葡萄糖苷酶抑制率）的影响，旨在为覆盆子多糖在功能食品和药物的应用提供理论依据。

1. 材料与方法

1.1 材料与仪器

覆盆子　中国浙江省金华市；2,2'-偶氮-双（3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸）二铵盐（2，2'-Azino-Bis-3-Ethylbenzothiazoline-6-Sulfonic，ABTS）、2,2-二苯基-1-苦基肼（1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl，DPPH）、3,5-二硝基水杨酸（DNS）、α-淀粉酶（50 U/mg）、抗坏血酸、纤维素酶（10000 U/mg）、胆固醇、福林酚试剂、没食子酸、α-D-葡萄糖苷（10 U/mg）、果胶酶（3×10⁴U/mg）、胰酶、对硝基苯基-α-D-吡喃葡萄糖苷（PNPG）、胆酸钠　麦克林生化科技有限公司；阿卡波糖　Sigma-Aldrich；花生油　鲁花集团；所有化学试剂均为分析纯。

ICS 3000离子色谱系统、IARffinity-1S FTIR光谱仪　Thermo Fisher Scientific, USA；Quanta 250 FEG扫描电子显微镜　FEI Technologies Inc., Oregon, USA；HR-1 Discovery混合流变仪　TA Instruments, Delaware, USA；紫外分光光度计　北京普析有限公司。

1.2 实验方法

1.2.1 覆盆子多糖的提取

新鲜覆盆子冻干并研磨成粉，粉末和无水乙醇以1:3的比例在70 ℃条件下回流脱脂。水提样品（water extraction，WAE）用100 g脱脂后的粉与2 L去离子水在95 ℃下提取3 h；碱提（alkali extraction，ALE）样品用100 g脱脂后的粉与2 L NaOH溶液（pH9，0.01 mol/L）在95 ℃条件下提取3 h^[4]；酸提取样品（acid extraction，ACE）用100 g脱脂后的粉与2 L柠檬酸溶液（pH2，0.13 mol/L）在95 ℃下提取3 h^[4]；酶提取样品（enzyme extraction，ENE）用100 g脱脂后的粉与2 L纤维素酶和果胶酶溶液（pH4.5，纤维素酶:果胶酶=4:1）在50 ℃下处理3 h，然后在100 ℃下加热10 min灭酶^[2]。提取液分别浓缩，用Sevag试剂（正丁醇/氯仿，v/v=1:4）除去蛋白，脱蛋白后的提取液减压浓缩。之后加入3倍体积的无水乙醇在4 ℃条件下静置24 h并离心收集沉淀。最后在去离子水中透析（分子截留量为1000 Da）72 h，−40 ℃下冷冻干燥48 h以备用。

1.2.2 多糖化学组成的测定

分别采用苯酚-硫酸法、福林酚法、考马斯亮蓝法和咔唑-硫酸法测定WAE、ALE、ACE和ENE法提取多糖中总糖含量、总酚含量、蛋白含量和糖醛酸含量^[5-6]。

单糖组成参考汪磊^[7]的方法，使用ICS 3000离子色谱系统（Thermo Fisher Scientific，USA）分析得到单个组分。称取5 mg样品于安瓿瓶中，加入4 mL，2 mol/L三氟乙酸，置于105 ℃下水解6 h，加入蒸馏水，溶解水解产物后进行色谱分析。离子色谱检测条件为：色谱柱：Carbopac PA20（2 mm×250 mm，i.d.，5 μm）分析柱；检测器：电化学检测器；柱温：30 °C；流速：0.5 mL/min；进样量：20 μL；流动相梯度洗脱程序为：0~16.05 min，10% NaOH（0.02 mol/L）和90%超纯水；16.05~30.05 min，10% NaOH（0.02 mol/L），20% CH₃COONa（0.5mol/L）和70%超纯水。

1.2.3 相对分子量的测定

参考李超^[5]的方法，用不同分子量的右旋糖酐标准品标定曲线方程确定样品的分子量。称取样品溶于0.02 mol/L的磷酸缓冲液中配制为浓度1mg/mL的多糖溶液，经0.22 µm水系膜过滤后进行色谱分析，条件如下：色谱柱：G-5000 PWXL（7.8 mm×300 mm）和G-3000 PWXL（7.8 mm×300 mm）凝胶柱串联使用；检测器：Agilent 1260 示差检测器；流动相：0.02 mol/L KH₂PO₄ 缓冲液（pH6.0）；柱温：35 °C；流速：0.6 mL/min；进样量：20 μL。

1.2.4 扫描电镜

使用Quanta 250 FEG扫描电子显微镜观察不同方法得到的覆盆子多糖的表面微观结构。用双面胶带将样品固定在镀金前的铝板上，在10 kV的电子加速电压下进行观察。

1.2.5 傅立叶红外光谱测定

多糖采用溴化钾压片法制备，溴化钾和多糖以100:1的比例混合制备样品，使用IARffinity-1S FTIR光谱仪记录在400~4000 cm⁻¹之间的光谱。此外，多糖的酯化度（DE）参考Dou等的方法^[8]。酯化度（DE）的测定是基于1700～1750 cm⁻¹（酯化糖醛酸）和1600～1630 cm⁻¹（游离糖醛酸）波段计算的，根据以下公式计算：

酯 化 度

$\rm 酯化度(DE)=A_{1726}/(A_{1726}+A_{1618})$

(1)

1.2.6 流变学测定

流变学特性采用HR-1 Discovery混合流变仪进行测定。将样品溶液（8 mg/mL）置于平行钢板上（直径40 mm，间隙1.0 mm），在剪切速率为1~100 s^-1条件下测定表观粘度与剪切速率之间的变化；采用Power-law模型对覆盆子多糖流变学特性进行分析：

$\rm \tau=K (\gamma)^{n }$

(2)

式中，τ为剪切应力，Pa；K为稠度系数，Pa·sⁿ；n为流动特性指数；当n<1时，溶液为假塑性流体；当n=1时，该溶液为牛顿流体；当n>1时，该溶液为胀塑性流体。

1.2.7 DPPH自由基清除能力的测定

DPPH自由基清除能力的测定参考汪磊等的方法，略有改动^[7]。覆盆子多糖溶于去离子水中以配制成不同浓度梯度（25、50、75、100、150 µg/mL）的溶液。取2 mL DPPH溶液（75 µmol/L）于2 mL的覆盆子多糖溶液中，混合均匀，避光室温反应30 min，然后于517 nm处测定其吸光度，维生素C作为阳性对照。DPPH自由基清除率根据以下公式计算：

$\begin{split} & \rm DPPH自由基清除率(\text{%})=\\ & \rm [1-(A_{sample}-A_{background})/A_{blank}]\times 100 \end{split}$

(3)

式中，A_blank是去离子水和DPPH溶液的吸光度；A_background是多糖溶液的吸光度；A_sample是反应溶液的吸光度。

1.2.8 羟基自由基清除能力

羟基自由基清除能力的测定参考Qin等^[9]的方法，略有改动。覆盆子多糖溶于去离子水中以配制成不同浓度梯度（25、50、75、100、150 µg/mL）的溶液。取1 mL覆盆子多糖溶液与1 mL 1,10-菲罗啉溶液（0.75 mmol/L），1.5 mL FeSO₄溶液（0.75 mmol/L），和1 mL H₂O₂ 溶液（1%，w/w）混合均匀，在37 ℃条件下孵育60 min，然后于536 nm处测定其吸光度。羟基自由基清除率根据以下公式计算：

$\rm 羟基自由基清除率(\text{%})= \rm (A_{sample}-A_{control})/(A_{blank}-A_{control})$

(4)

式中，A_sample为反应溶液的吸光度；A_blank为不含H₂O₂溶液的空白吸光度；A_control为用1 mL去离子水代替样品的吸光度。

1.2.9 ABTS⁺自由基清除能力的测定

ABTS⁺自由基清除能力的测定参考Re等^[10]的方法。覆盆子多糖溶于去离子水中以配制成不同浓度梯度（25、50、75、100、150 µg/mL）的溶液。稀释ABTS溶液使其吸光度为0.7±0.02。取4 mL稀释过的ABTS溶液与0.4 mL多糖溶液避光室温反应6min，然后于734 nm处测定其吸光度，维生素C作为阳性对照。ABTS⁺自由基清除率由以下公式计算：

$\rm ABTS^+自由基清除率(\text{%})=(1-A_{sample}/A_{blank})\times 100$

(5)

式中，A_blank是去离子水与ABTS溶液的吸光度；A_sample是ABTS溶液与覆盆子多糖溶液的吸光度。

1.2.10 α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶抑制率的测定

α-淀粉酶的抑制率的测定参考Meng等^[11]的方法。覆盆子多糖溶于磷酸缓冲液中以配制成不同浓度梯度（1.0、1.5、2.0、2.5、3.0 µg/mL）的溶液。取500 µL的覆盆子多糖溶液与1 mL的α-淀粉酶（1 U/mL）的混合均匀，在37 ℃条件下孵育10 min，加入500 µL的可溶性淀粉继续孵育10 min，然后加入1 mL的DNS试剂。沸水浴加热5 min后，加入10 mL的去离子水并在540 nm处测定其吸光度，阿卡波糖作为阳性对照。α-淀粉酶的抑制率根据下式计算：

$\begin{split} & \rm \alpha-淀粉酶的抑制率(\text{%}) =\\ & \rm [1-(A_{sample}-A_{control-1})/A_{control-2}]\times 100 \end{split}$

(6)

其中，A_sample代表反应溶液的吸光度；A_control-1代表不加样品的吸光度；A_control-2是加入阿卡波糖（阳性对照）溶液的吸光值。

α-葡萄糖苷酶的抑制率的测定参考Tong等^[12]的方法。覆盆子多糖溶于磷酸缓冲液（pH6.9）以配制不同浓度梯度的（0.5、1.0、1.5、3.0、6.0 mg/mL）的溶液。取100 µL的覆盆子多糖溶液与100 µL的α-葡萄糖苷酶溶液混合均匀，在37 ℃下孵育10 min。加入100 µL的pPNG（5 mmol/L）溶液，在37 ℃下孵育20 min。最后，加入1 mL的Na₂CO₃的溶液终止反应并在405 nm处测定其吸光度，阿卡波糖作为阳性对照，α-葡萄糖苷酶的抑制率参考以下公式计算：

$\begin{split} & \rm \alpha-葡萄糖苷酶的抑制率(\text{%})=\\ & \rm [1-(A_{sample}-A_{control-1})/A_{control-2}]\times 100 \end{split}$

(7)

式中，A_sample代表反应溶液的吸光度；A_control-1代表不加酶溶液的吸光度；A_control-2代表不加样品溶液的吸光度。

1.2.11 持油力的测定（OBC）

持油力的测定参考Luo等^[13]的方法。取0.5 g覆盆子多糖与10 mL的花生油混匀离心，分离上清液和多糖再次称重。纤维素作为阳性对照。多糖的持油力根据以下公式计算：

$\rm OBC(g/g)=(W_{2}-W_{1})/W_{1}$

(8)

式中，W₁代表样品的重量（g）；W₂代表覆盆子多糖残渣的重量（g）。

1.2.12 胆固醇结合能力的测定（CBC）

胆固醇结合能力的测定参考Luo等^[13]的方法，略有改动。取0.1 g的覆盆子多糖与10 mL的胆固醇标准溶液混合均匀，在37 ℃下孵育1 h。收集上清液，并在560 nm处测定其吸光度。纤维素溶液作为阳性对照。胆固醇含量根据标准曲线计算，胆固醇的结合能力根据以下公式计算：

$\rm CBC(mg/g)=(C_{1}-C_{2})/W_{1}$

(9)

式中，C₁是结合前的胆固醇的重量（g）；C₂是结合后的胆固醇的重量（g）；W₁是样品的重量（g）。

1.2.13 胆酸钠结合能力的测定（BBC）

胆酸钠结合能力参考曾红亮^[14]的方法，略有改动。取覆盆子多糖溶液与HCl在37 ℃下孵育30 min，用NaOH溶液调整pH为6.24，加入胰酶后，混匀，继续孵育30 min，再加入胆酸钠溶液，在37 ℃下孵育1 h，离心并收集上清液，加入H₂SO₄溶液，在70 ℃下孵育5 min，并在387 nm处测定其吸光度，纤维素作为阳性对照。胆酸钠的结合能力根据下式计算：

$\rm BBC(\text{%})=(1-C\times V/4)\times 100$

(10)

式中，C代表从标准曲线得到的胆酸钠的浓度（mmol/L）；V是上清液得到体积（mL）。

1.3 数据处理

实验进行3次平行实验，结果用平均值±标准差表示。所有实验数据均采用SPSS 22.0软件进行统计分析。均数方差比较采用单因素方差分析；Duncan检验用于比较显著性水平；P<0.05差异有统计学意义。

2. 结果与分析

2.1 多糖得率与化学组成分析

不同方法提取的覆盆子多糖的得率和化学组成如表1所示。结果表明，不同方法对提取的覆盆子多糖得率和化学组成有一定的影响。4种多糖的得率分别为2.93%、4.79%、3.38%和4.13%；其中ALE、ENE、ACE的得率均高于WAE法的得率，这与Yu等所报道的复合酶法提取覆盆子多糖得率高于热水提法的结果类似^[1]。研究表明，多糖的得率与其和植物细胞壁的结合有关^[2]；碱性条件会破坏植物细胞壁中纤维素和半纤维素之间的氢键从而使多糖释放出来，柠檬酸可以降解细胞壁中的胶类物质使多糖溶出^[15-16]。酶提法则主要利用果胶酶和纤维素酶对细胞壁中的果胶和纤维素进行酶解，破坏细胞壁，使多糖溶出^[17]。

表 1 WAE、ALE、ACE、ENE的得率及化学组成

Table 1. Extraction yields and chemical compositions of WAE, ALE, ACE, and ENE

指标	WAE	ALE	ACE	ENE
得率（%）	2.93 ± 0.07^c	4.79 ± 0.15^a	3.38 ± 0.37^c	4.13 ± 0.21^b
总糖含量（%）	69.09 ± 0.35^a	68.08 ±0. 35^a	65.31±0.71^b	69.35 ± 0.71^a
蛋白含量（%）	1.22 ± 0.06^c	1.68 ± 0.05^a	1.18 ± 0.31^d	1.26 ± 0.11^b
总酚含量（mg GAE/g）	76.45 ± 2.76^a	65.38 ± 4.61^b	66.38 ± 0.90^b	63.10 ± 1.39^b
糖醛酸含量（%）	23.15 ± 0.32^a	18.39 ± 0.26^b	14.25 ± 0.32^c	18.99 ± 0.26^b
注：不同字母后面的值表示同行之间有显著差异（P<0.05）。

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如表1所示，4种处理方法中总糖含量所占干基比重分别为69.09%、68.08%、65.31%和69.35%，说明多糖为粗多糖的主要成分。4种方法得到覆盆子多糖的蛋白含量较低，分别为1.22%、1.68%、1.18%和1.26%，说明提取方法对粗多糖的蛋白含量具有显著影响（P<0.05）；且ALE的蛋白含量高于其他三者，可能是由于碱性介质水解蛋白质的酰胺键所导致，这与桑葚碱提多糖和猴头菌碱提多糖蛋白质含量较高的研究结果一致^[16]。同时，4种粗多糖中的多酚含量分别为76.45、65.38 、66.38和63.10 mg GAE/g；ENE的多酚含量低于其他三种方法，这可能是由于提取过程中WAE、ALE和ACE所需温度（95 ℃）相对ENE（50 ℃）来说较高所导致，因为长时间的热处理降低了多糖的疏松程度，同时增加了其表观饱和度，导致多酚容易附着在多糖上^[18]。ACE的糖醛酸含量（14.25%）显著低于其他三种多糖（P<0.05），这可能是因为酸条件降解了多糖结构，导致糖醛酸含量显著降低^[19]。

2.2 分子量和单糖组成分析

天然多糖的生物活性与其分子量和单糖组成有关^[8]。由图1可得，4种多糖的单一洗脱峰表明其均为均质多糖。WAE、ALE、ACE和ENE所得的覆盆子多糖的分子量分别为4.31×10⁵、4.79×10⁵、4.18×10⁵和5.80×10⁵ Da；其中ACE分子量最低，表明ACE法可能降解了覆盆子多糖，这与之前的研究报道酸降解甘草多糖和柠檬酸降解猴头菇多糖的结果一致^[16,20]；而ENE分子量最高，这可能与其提取温度和提取条件有关；因为高温能裂解多糖的链状结构，酸碱能破坏糖苷键从而降低分子量^[16,21]。

图 1 覆盆子多糖的分子量分布

注：A：WAE；B：ALE；C：ACE；D：ENE。

Figure 1. Molecular weight distribution of the RAPs

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多糖单糖组成的不同，会导致其连接方式和结构也不相同，进而影响其生物活性^[22]。覆盆子多糖中单糖的离子色谱分析如图2所示，进一步得出单糖组成见表2。从表2可以看出，4种不同方法得到的多糖均由鼠李糖、阿拉伯糖、半乳糖、葡萄糖木糖，半乳糖醛酸和葡萄糖醛酸组成。ALE、ACE和ENE的单糖组成比例中葡萄糖醛酸所占比例最低，而WAE单糖组成比例中，木糖所占比例最低，表明ALE、ACE和ENE法优先作用于葡糖糖醛酸附近的糖苷键，而WAE法优先作用于木糖附近的糖苷键。四种多糖均含有较高含量的半乳糖醛酸，推测多糖可能具有较高的生物活性^[8]。WAE、ALE和ACE中D-鼠李糖和D-半乳糖醛酸的比值小于1，表明低聚半乳糖醛酸可能存在于鼠李糖醛酸Ⅰ结构域中^[6]。此外，四种多糖中均同时含有鼠李糖、阿拉伯糖、半乳糖和半乳糖醛酸，表明其糖链可能存在分支^[23]。

表 2 WAE、ALE、ACE和ENE法的单糖组成

Table 2. Monosaccharides constituents of WAE, ALE, ACE and ENE

单糖组成（mol%）	WAE	ALE	ACE	ENE
鼠李糖	4	5	7	21
阿拉伯糖	20	20	20	29
半乳糖	15	15	14	17
葡萄糖	23	22	15	14
木糖	1	3	3	3
半乳糖醛酸	33	34	41	15
葡萄糖醛酸	6	1	1	1

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图 2 覆盆子多糖中单糖的离子色谱分析

注：A：标准品；B：WAE；C：ALE；D：ACE；E：ENE。

Figure 2. Ion chromatography analysis of the monosaccharides in RAPs

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2.3 扫描电镜分析

4种多糖电镜扫描图像如图3所示。WAE和ALE的表面不均匀，呈片状结构。在ACE和ENE的微观结构中可以观察到碎片部分，但这些片段大小均有明显差异。ENE的微观结构中包含大量的小片段，这可能是由于在提取过程中原始状态的分裂造成的。4种不同方法得到的覆盆子多糖的表面较为光滑，说明其有非晶态结构，可能是由于冷冻干燥致使其形态的改变^[24]。从图中可得，ENE的片状结构较厚，说明其分子聚集程度较高。所得不规则形状表明，四种多糖均为无定形固体^[24]。

图 3 覆盆子多糖的扫描电镜图像（1000×）

注：A：WAE；B：ALE；C：ACE；D：ENE。

Figure 3. SEM images of RAPs（1000×）

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2.4 傅立叶红外分析

傅立叶红外光谱分析常用于鉴定多糖中的特征官能团^[16]。如图4所示，在3398 cm⁻¹的特征峰是典型的-OH的伸缩振动^[16]；在2929 cm⁻¹范围内的是CH、CH₂和CH₃基团的伸缩振动；这些特征峰的存在可以证明被测样品为多糖类物质^[25]。在1743 cm⁻¹附近的吸收峰是由于C=O的伸缩振动，然而在1618 cm⁻¹的吸收峰归属于-COO的C=O不对称拉伸，表明多糖中存在糖醛酸，与化学组成结果一致^[26]。在1442 cm⁻¹处的波段为C-H或O-H的伸缩振动^[27]。在1651和1555 cm⁻¹区域未检测到N-H的特征吸收峰，说明多糖中的蛋白水平含量较低，与化学组成结果一致^[26]。另外，在917和831 cm⁻¹附近出现的特征吸收峰表明β-糖苷键是多糖的主要糖苷键类型^[16]。

图 4 WAE、ALE、ACE和ENE法提取的覆盆子多糖的FTIR光谱

Figure 4. FTIR spectra of RAPs obtained by WAE, ALE, ACE and ENE

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另外，通过傅立叶红外光谱分析了提取方法对多糖酯化度（DE）的影响。计算可得，WAE、ALE、ACE和ENE的酯化度分别为42.40%、25.26%、29.39%、30.17%，这与Dou等^[8]研究结果较为相似。4种多糖酯化度均低于50%，说明四种多糖均为低酯化多糖^[8]。有研究表明，当提取溶剂为碱溶液和酸溶液且温度较高时，能降低多糖的酯化度，故ALE和ACE的酯化程度要低于WAE和ENE^[8]。具有高酯化度的WAE和ENE具有较好的胶凝性，因为酯化程度越高，多糖中游离羧基数量越少，脱水凝胶速度越快，导致多糖与水分子结合成离子后形成分子链三维网状结构，所以WAE和ENE可作为胶凝剂调节功能性食品的结构^[8]。

2.5 流变学特性分析

流变学特性如图5所示，4种多糖的表观粘度按从大到小的顺序为：ENE>ALE>WAE>ACE，且与其分子量呈正相关。多糖的表观粘度的顺序可以反映提取过程中温度处理对多糖结构的降解。ENE提取的多糖具有相对较高的黏度，可能与ENE的多糖具有较高的分子量和多糖内分子的联结有关^[15]。由图5可知，剪切应力与剪切速率的变化呈现非线性变化，随着剪切速率的增加，多糖溶液的表观黏度减小，呈现出假塑性流体剪切稀化的特征；这是由于剪切速率的增大和聚合物的缠结的减少，分子随流动方向而改变，导致表观粘度显著降低^[8]。

图 5 WAE、ALE、ACE和ENE法提取的覆盆子多糖溶液（8 mg/mL）的表观粘度与剪切速率的关系图

Figure 5. Apparent viscosity vs shear rate for RAPS (8 mg/mL) obtained by WAE, ALE, ACE and ENE

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将稳态流动曲线拟合为Power-low模型进行分析得到的相关参数如表3所示，四种多糖的R²均大于0.9，表明幂律模型能较好地解释四种多糖的流变学特性。K值作为粘度参数，K值越高，表观粘度越大；WAE、ALE、ACE和ENE的K值分别为0.739、1.072、0.490、1.090，表明ENE的表观粘度最大。有研究表明，高粘度的多糖具有治疗高血脂的潜力^[8]。因此，ENE具有治疗高血脂的潜力。另外，n值与流体的假塑性程度有关，即n值越低，假塑性程度就越高，从图5可得四种多糖的n值均远小于1，表明四种多糖溶液具有明显的假塑性。以上结果表明，ENE具有成为功能性食品增稠剂的潜质。

表 3 WAE、ALE、ACE和ENE法提取多糖的Power-low曲线参数

Table 3. Power-low curve parameters of RAPs obtained by WAE, ALE, ACE and ENE

参数	WAE	ALE	ACE	ENE
K（Pa·sⁿ）	0.739	1.072	0.490	1.090
n	−0.207	−0.262	−0.234	−0.235
R²	0.986	0.994	0.993	0.990

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2.6 体外抗氧化活性

如图6所示，WAE、ALE、ACE和ENE所提取的多糖的DPPH清除能力在一定浓度范围内呈现剂量依赖式增长。经计算可得，多糖清除DPPH自由基的半数抑制浓度（IC₅₀）按从小到大的顺序为：V_C（18.28±2.93 µg/mL）<WAE（35.13±0.56 µg/mL）<ENE（38.21±0.26 µg/mL）<ALE（42.53±0.35 µg/mL）<ACE（46.44±0.60 µg/mL）；即它们的抗氧化能力强弱依次为：V_C>WAE>ENE>ALE>ACE。

图 6 WAE、ALE、ACE和ENE法提取覆盆子多糖的自由基清除能力

Figure 6. Radical scavenging activities of RAPs obtained by WAE, ALE, ACE and ENE

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如图6所示，WAE、ALE、ACE和ENE所提取的多糖对ABTS⁺自由基的清除能力在一定范围内呈现剂量依赖式增长，计算可得，多糖清除ABTS⁺自由基的半数抑制浓度（IC₅₀）按从小到大的顺序为：V_C（31.45±0.77 µg/mL）<WAE（112.54±1.80 µg/mL）<ENE（114.68±0.45 µg/mL）<ALE（122.60±2.42 μg/mL）<ACE（133.70±1.16 µg/mL），即其抗氧化能力强弱依次为：V_C>WAE>ENE>ALE>ACE。

如图6所示，WAE、ALE、ACE和ENE所提取的多糖对羟基自由基的清除能力在一定范围内呈现剂量依赖式增长，经计算可得，多糖清除羟基自由基的半数抑制浓度（IC₅₀）按从小到大的顺序为：V_C（74.00±0.32 µg/mL）<WAE（123.69±0.11 µg/mL）<ENE（127.71±0.16 µg/mL）<ALE（132.02±0.20 µg/mL）<ACE（134.21±0.58 µg/mL）；即它们对羟基自由基清除能力强弱依次为：V_C>WAE>ENE>ALE>ACE。

综上，三种方法测定的结果均一致，即4种多糖的抗氧化能力强弱依次为：WAE>ENE>ALE>ACE。影响多糖抗氧化能力的因素不是单一的，与其分子量、单糖组成和结构有关；参与抗氧化活性的机制之一是分子向自由基提供氢原子的能力，而提供氢原子的难易程度是影响自由基清除活性的关键因素^[16,27]。分子量作为影响多糖抗氧化活性的因素之一，低分子量的多糖相对于高分子量的多糖来说，其主要结构，如糖基类型，取代基和糖苷键可能受到破坏，导致其抗氧化能力下降；从分子量结果来看，ENE（5.80×10⁵ Da）要大于ALE（4.79×10⁵ Da）和ACE（4.18×10⁵ Da），所以其抗氧化活性要强于二者，WAE（4.31×10⁵Da）的分子量低于ENE（5.80×10⁵ Da）和ALE（4.79×10⁵ Da），却展现出比二者要高的抗氧化活性，这可能与其含有较高含量的糖醛酸和多酚有关；糖醛酸基团会激发多糖中端基碳的氢原子，即糖醛酸含量越高，其抗氧化能力越强，同样地，多酚作为一种供氢能力较强的物质，其含量越高抗氧化能力也就越强^[23,27-28]。Yu等^[1]的研究发现，用复合酶法提取的覆盆子粗多糖的羟基自由基清除率的IC₅₀值为0.96 mg/mL，高于本研究中ENE法提取的粗多糖（127.71±0.16 µg/mL），这可能是纯化过后糖醛酸和多酚含量较低的缘故。

2.7 体外α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶的抑制作用

从图7可以看出，4种多糖对α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶具有不同的抑制作用。α-淀粉酶抑制作用如图7A所示，4种多糖对α-淀粉酶抑制作用在一定浓度范围内呈现显著的剂量依赖式增长。经计算可得，4种多糖的α-淀粉酶的抑制作用的IC₅₀值分别为：ENE（2.50±0.04 mg/mL），ALE（2.75±0.1 mg/mL），WAE（2.80±0.01 mg/mL）和ACE（2.90±0.05 mg/mL）。以上结果表明，ENE法获得的多糖具有较高的α-淀粉酶抑制作用，而ACE法获得的多糖的α-淀粉酶的抑制作用最低，这与它们的分子量呈现正相关。与阳性对照相比（阿卡波糖，IC₅₀=3.08±0.07 mg/mL），4种多糖均低于阳性对照，说明4种多糖具有较强的α-淀粉酶的抑制作用。本研究提取的四种多糖的α-淀粉酶的活性均高于先前研究报道^[3,20]，表明覆盆子多糖具有成为降血糖药物的潜力。

图 7 WAE、ALE、ACE和ENE法得到覆盆子多糖体外酶抑制作用

Figure 7. Enzyme inhibition effects in vitro of RAPs obtained by WAE, ALE, ACE and ENE

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α-葡萄糖苷酶的抑制作用如图7B所示，4种多糖对α-葡萄糖苷酶的抑制作用在一定浓度范围内呈现明显的剂量依赖式增长。经计算可得，由ENE、ALE、ACE和WAE得到的多糖的α-葡萄糖苷酶的抑制作用的IC₅₀值分别为：ENE（3.81±0.10 mg/mL），ALE（5.03±0.24mg/mL），ACE（5.1±0.13 mg/mL）和WAE（5.37±0.01 mg/mL）；均低于阳性对照（阿卡波糖，IC₅₀=5.15±0.18 mg/mL），ENE的IC₅₀值最小，说明ENE法提取的多糖具有较高的抑制活性，这可能与其分子量和糖醛酸含量有关。

综上所述，ENE法提取的多糖具有较强的α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶的抑制活性，从分子量结果来看，其分子量（5.80×10⁵ Da）也是最大的，这与Dou等^[8]的高分子量的黑莓多糖（5.27×10⁵ Da）具有较强的酶抑制率的结果一致，其原因可能是高分子量的多糖具有较大的黏度，从而能减缓底物从酶活性部位的扩散。另外有研究指出，含有阿拉伯糖、半乳糖、葡萄糖和木糖的多糖具有较强的酶抑制能力^[29]。从结果可看出，4种多糖对α-淀粉酶的抑制作用要强于对α-葡萄糖苷酶的抑制作用，这与Yan等^[16]研究的猴头菇多糖的α-淀粉酶的抑制作用强于对α-葡萄糖苷酶的结果一致。这可能与多糖与其反应机制不同所导致的；多糖的活性发挥是一个分子识别过程，其与α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶是两种不同的识别过程^[29]。以上结果表明，ENE具有成为Ⅱ型糖尿病功能性食品成分的潜力。

2.8 体外结合能力

如表4所示，WAE、ALE、ACE和ENE法提取的覆盆子多糖的持油力为：4.83~6.60 g/g，胆固醇结合能力为：16.96~29.59 mg/g，胆酸钠的结合能力为77.36%~83.55%；ENE法提取的覆盆子多糖表现出较高的持油力、胆固醇和胆酸钠结合能力，且高于其他方法提取的多糖（P<0.05）。这些结果表明，提取方法显著影响了覆盆子多糖对油、胆固醇和胆酸钠的结合能力（P<0.05）。ENE法得到的覆盆子多糖展现出较高的持油能力、胆固醇和胆酸钠的结合能力；与流变学和分子量分析结果结合来看，分子量和粘度较大的多糖具有更好的持油能力、胆固醇和胆酸钠的结合能力，这与曾红亮提出的高分子量、高粘度的多糖具有较强的胆酸盐结合能力的结论一致^[14]。根据之前研究报道，秋葵多糖、苦瓜多糖和车前草种子多糖的胆酸钠结合能力最高分别为55.33%、57.78%、65.00%，与其相比，ENE（83.55%）均高于它们的结合能力，这可能与ENE具有较高粘度有关^{[18,26,30,31]}。因此，ENE具有成为治疗降血脂药物或功能性食品的潜力。

表 4 WAE、ALE、ACE和ENE法提取多糖的持油力、胆固醇和胆酸钠的结合能力

Table 4. Oil holding capacity, cholesterol and sodium cholate binding capacity of RAPs obtained by WAE, ALE, ACE and ENE

样品	持油能力（g/g）	胆酸钠结合能力（%）	胆固醇结合能力（mg/g）
WAE	5.73±0.04^b	78.55±0.16^d	22.92±0.41^c
ALE	5.57±0.01^b	81.81±0.16^c	26.09±0.65^b
ACE	4.83±0.13^c	77.36±0.62^e	16.96±0.47^d
ENE	6.61±0.13^a	83.55±0.16^b	29.59±0.41^a
纤维素	1.18±0.03^d	88.67±0.38^a	11.58±0.77^e
注：不同小写字母表示同列数据差异显著（P<0.05）。

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3. 结论

本论文研究了4种提取方法对覆盆子多糖的理化性质和体外生物活性的影响。结果表明，4种覆盆子多糖的化学组成、单糖组成和相对分子量不同；四种覆盆子多糖溶液均为假塑性流体，且ENE表观粘度最高；WAE和ENE具有较高的酯化度，说明它们具有成为功能性食品胶凝剂的潜力。体外抗氧化结果表明，WAE和ENE具有较强的抗氧化活性。体外降血糖结果表明，ENE法提取的多糖具有较强的α-葡萄糖苷酶/α-淀粉酶抑制作用；说明抑制α-葡萄糖苷酶/α-淀粉酶的活性可能是其降血糖的途径之一。另外，ENE法提取的多糖也具有较强的持油能力、胆固醇结合能力和胆酸钠的结合能力，且其结合能力与表观粘度呈正相关。通过对比发现，具有高分子量的ENE展现出较高的体外生物活性和表观粘度，这为覆盆子的开发利用提供了理论基础，但是本论文是对其粗多糖进行的研究，需要对其分离纯化进一步研究；另外，本论文对于生物活性的研究仅限于体外，还需对其体内生物活性进一步深究。综上，ENE法提取的覆盆子多糖具有成为治疗糖尿病、高血脂症多糖和功能性食品成分的潜力。

图 1 覆盆子多糖的分子量分布

注：A：WAE；B：ALE；C：ACE；D：ENE。

Figure 1. Molecular weight distribution of the RAPs

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图 2 覆盆子多糖中单糖的离子色谱分析

注：A：标准品；B：WAE；C：ALE；D：ACE；E：ENE。

Figure 2. Ion chromatography analysis of the monosaccharides in RAPs

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图 3 覆盆子多糖的扫描电镜图像（1000×）

注：A：WAE；B：ALE；C：ACE；D：ENE。

Figure 3. SEM images of RAPs（1000×）

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图 4 WAE、ALE、ACE和ENE法提取的覆盆子多糖的FTIR光谱

Figure 4. FTIR spectra of RAPs obtained by WAE, ALE, ACE and ENE

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图 5 WAE、ALE、ACE和ENE法提取的覆盆子多糖溶液（8 mg/mL）的表观粘度与剪切速率的关系图

Figure 5. Apparent viscosity vs shear rate for RAPS (8 mg/mL) obtained by WAE, ALE, ACE and ENE

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图 6 WAE、ALE、ACE和ENE法提取覆盆子多糖的自由基清除能力

Figure 6. Radical scavenging activities of RAPs obtained by WAE, ALE, ACE and ENE

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图 7 WAE、ALE、ACE和ENE法得到覆盆子多糖体外酶抑制作用

Figure 7. Enzyme inhibition effects in vitro of RAPs obtained by WAE, ALE, ACE and ENE

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表 1 WAE、ALE、ACE、ENE的得率及化学组成

Table 1 Extraction yields and chemical compositions of WAE, ALE, ACE, and ENE

指标	WAE	ALE	ACE	ENE
得率（%）	2.93 ± 0.07^c	4.79 ± 0.15^a	3.38 ± 0.37^c	4.13 ± 0.21^b
总糖含量（%）	69.09 ± 0.35^a	68.08 ±0. 35^a	65.31±0.71^b	69.35 ± 0.71^a
蛋白含量（%）	1.22 ± 0.06^c	1.68 ± 0.05^a	1.18 ± 0.31^d	1.26 ± 0.11^b
总酚含量（mg GAE/g）	76.45 ± 2.76^a	65.38 ± 4.61^b	66.38 ± 0.90^b	63.10 ± 1.39^b
糖醛酸含量（%）	23.15 ± 0.32^a	18.39 ± 0.26^b	14.25 ± 0.32^c	18.99 ± 0.26^b
注：不同字母后面的值表示同行之间有显著差异（P<0.05）。

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表 2 WAE、ALE、ACE和ENE法的单糖组成

Table 2 Monosaccharides constituents of WAE, ALE, ACE and ENE

单糖组成（mol%）	WAE	ALE	ACE	ENE
鼠李糖	4	5	7	21
阿拉伯糖	20	20	20	29
半乳糖	15	15	14	17
葡萄糖	23	22	15	14
木糖	1	3	3	3
半乳糖醛酸	33	34	41	15
葡萄糖醛酸	6	1	1	1

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表 3 WAE、ALE、ACE和ENE法提取多糖的Power-low曲线参数

Table 3 Power-low curve parameters of RAPs obtained by WAE, ALE, ACE and ENE

参数	WAE	ALE	ACE	ENE
K（Pa·sⁿ）	0.739	1.072	0.490	1.090
n	−0.207	−0.262	−0.234	−0.235
R²	0.986	0.994	0.993	0.990

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表 4 WAE、ALE、ACE和ENE法提取多糖的持油力、胆固醇和胆酸钠的结合能力

Table 4 Oil holding capacity, cholesterol and sodium cholate binding capacity of RAPs obtained by WAE, ALE, ACE and ENE

样品	持油能力（g/g）	胆酸钠结合能力（%）	胆固醇结合能力（mg/g）
WAE	5.73±0.04^b	78.55±0.16^d	22.92±0.41^c
ALE	5.57±0.01^b	81.81±0.16^c	26.09±0.65^b
ACE	4.83±0.13^c	77.36±0.62^e	16.96±0.47^d
ENE	6.61±0.13^a	83.55±0.16^b	29.59±0.41^a
纤维素	1.18±0.03^d	88.67±0.38^a	11.58±0.77^e
注：不同小写字母表示同列数据差异显著（P<0.05）。

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参考文献(31)

[1]	YU Z, Liu L, XU Y, WANG L, et al. Characterization and biological activities of a novel polysaccharide isolated from raspberry (Rubus idaeus L.) fruits[J]. Carbohydr Polymers,2015,132:180−186. doi: 10.1016/j.carbpol.2015.06.068
[2]	GAO J, LIN L, SUN B, et al. A comparison study on polysaccharides extracted from Laminaria japonica using different methods: Structural characterization and bile acid-binding capacity[J]. Food Function,2017,8(9):3043−3052. doi: 10.1039/C7FO00218A
[3]	WANG L, ZHANG B, XIAO J, et al. Physicochemical, functional, and biological properties of water-soluble polysaccharides from Rosa roxburghii Tratt fruit[J]. Food Chemistry,2018,249(May30):127−135.
[4]	DINA R, SERGIO S, ALINE S, et al. Impact of enzyme and ultrasound-assisted extraction methods on biological properties of red, brown, and green seaweeds from the central west coast of Portugal[J]. Food Chemistry,2015,12:3177−3188.
[5]	李超. 药食同源夏枯草多糖的分离纯化、结构鉴定及生物活性研究[D]. 广州: 华南理工大学, 2015 LI C. Isolation, purification and structural identification of polysaccharides from Prunella vulgaris Linn and their biological activities[D]. Guangzhou: South China University of Technology, 2015.
[6]	NIE X R, LI H Y, DU G, et al. Structural characteristics, rheological properties, and biological activities of polysaccharides from different cultivars of okra (Abelmoschus esculentus) collected in China[J]. International Journal of Biological Macromolecules,2019,139:459−467. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2019.08.016
[7]	汪磊. 刺梨多糖的分离纯化、降血糖作用及其对肠道微生态的影响[D]. 广州: 华南理工大学, 2019 WANG L. Isolation, purification and hypoglycemic activity of polysaccharides from Rosa roxburghii Tratt fruit and their effect on gut microflora[D]. Guangzhou: South China University of Technology, 2019.
[8]	DOU M D, CHEN C, HUANG Q, et al. Comparative study on the effect of extraction solvent on the physicochemical properties and bioactivity of blackberry fruit polysaccharides[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2021, 183: 1548-1599.
[9]	QIN Y, LI X, LI M, et al. Preparation of bioactive polysaccharide nanoparticles with enhanced radical scavenging activity and antimicrobial activity[J]. Journal of Agricultural Food Chemistry,2018,66:4373−4383. doi: 10.1021/acs.jafc.8b00388
[10]	RE R, PELLEGRINI N. Antioxidant activity applying an improved ABTS radical cation decolorization assay[J]. Free Radical Biology Medicine,1999,26:1231−1237. doi: 10.1016/S0891-5849(98)00315-3
[11]	MENG Y, SU A, YUAN S, et al. Evaluation of total flavonoids, myricetin, and quercetin from Hovenia dulcis Thunb. as inhibitors of α-amylase and α-glucosidase[J]. Plant Foods for Human Nutrition,2016,71(4):1−6.
[12]	TONG T, LI J, KO D O, et al. In vitro antioxidant potential and inhibitory effect of seaweed on enzymes relevant for hyperglycemia[J]. Food Science Biotechnology,2014,23(6):2037−2044. doi: 10.1007/s10068-014-0277-z
[13]	LUO X L, QI W, DONG F, et al. Modification of insoluble dietary fibers from bamboo shoot shell: Structural characterization and functional properties[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2018, 120: 1461-1467.
[14]	曾红亮. 金桔多糖结构表征及降血脂机理的研究[D]. 福州: 福建农林大学, 2015. ZENG H L. Structure characterization and hypolipidemic mechanism of polysaccharides from Fortunella margarita (Lour.) Swingle[D]. Fuzhou: Fujian Agriculture and Forest University, 2015
[15]	游丽君, 张云林, 温玲蓉, 等. 不同方法对龙须菜多糖性质的影响[J]. 现代食品科技, 2016, 32(6): 148-155, 182 YOU L J, ZHANG Y L, WEN L, et al. Effect of extraction method on the properties of polysaccharides from Gracilaria lemaneiformis[J]. Modern Food Science and Technology 2016, 32(6): 148-155, 182.
[16]	YAN J K, DING Z C, GAO X L, et al. Comparative study of physicochemical properties and bioactivity of Hericium erinaceus polysaccharides at different solvent extractions[J]. Carbohydrate Polymers,2018,193:73−382. doi: 10.1016/j.carbpol.2018.03.086
[17]	赵晨淏, 刘钧发, 冯梦莹, 等. 不同提取方法对龙眼多糖性质的影响[J]. 现代食品科技, 2012, 28(10): 1298-1302. ZHAO C H, LIU J F, FENG M Y, et al. Effect of different extraction methods on the properties of longan polysaccharides[J]. Modern Food Science and Technology, 2012, 28(10): 1298-1302.
[18]	YUAN Q, HE Y, XIANG P Y, et al. Influences of different drying methods on the structural characteristics and multiple bioactivities of polysaccharides from okra (Abelmoschus esculentus)[J]. International Journal of Biological Macromolecules,2020,147:1053−1063. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2019.10.073
[19]	LI Q S, WANG L, Li J, et al, Characterization and antioxidant activities of degraded polysaccharides from two marine Chrysophyta[J]. Food Chemistry, 2014, 160: 1-7.
[20]	PAN C, ZHU Y M, ZHU Z Y, et al. Chemical structure and effects of antioxidation and against α-glucosidase of natural polysaccharide from Glycyrrhiza inflata Batalin[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2020, 155: 560-571.
[21]	石德玲, 齐俊华, 卢海燕, 等. 海参硫酸多糖的高温高压降解工艺及其降解机制[J]. 中国海洋生物, 2019, 38(1): 1−10. SHI D L, QI J H, LU H Y, et al. Hydrothermal degradation process and mechanism of sulfated polysaccharides from sea cucmber[J]. Chinese Journal Marine Drugs, 2019, 38(1): 1−10.
[22]	郭元亨, 张利军, 曹丽丽, 等. 植物多糖中单糖组成分析技术的研究进展[J]. 食品科学,2018,39(1):326−332. [[GUO Y H, ZHANG L J, CAO L L, et al. Recent advances in analytical techniques for monosaccharide composition of plant polysaccharides[J]. Food Science,2018,39(1):326−332. doi: 10.7506/spkx1002-6630-201801049
[23]	苏平, 孙昕, 宋思圆, 等. 提取方法对黄秋葵花多糖的结构组成及抗氧化活性的影响[J]. 食品科学,2018,39(15):1002−6630. [SU P, SUN X, SONG S Y, et al. Effect of extraction method on structure and antioxidant activity of polysaccharides from okra flowers[J]. Food Science,2018,39(15):1002−6630.
[24]	LI W, LIU H M, QIN G Y, et al. Structure characterization and antioxidant activity of polysaccharides from Chinese quince seed meal[J]. Food Chemitry,2017,234:314−322. doi: 10.1016/j.foodchem.2017.05.002
[25]	WANG R, CHEN P, JIA F, et al. Optimization of polysaccharides from Panax japonicus C. A. Meyer by RSM and its anti-oxidant activity[J]. International Journal of Biological Macromolecules,2012,50(2):331−336. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2011.12.023
[26]	QIN Y, LIN S, FU Y, et al. Effects of extraction methods on the physicochemical characteristics and biological activities of polysaccharides from okra (Abelmoschus esculentus)[J]. International Journal of Biological Macromolecules,2019,127:178−186. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2019.01.042
[27]	聂琳然, 郝利民, 王滔滔, 等. 不同来源红缘拟层孔菌粗多糖的抗氧化活性[J]. 食品科学,2019,40(19):1002−6630. [NIE L R, HE L M, WANG T T, et al. Antioxidant activity of crude polysaccharides from Fomitopsis pinicola from different geographical origins[J]. Food Science,2019,40(19):1002−6630.
[28]	周洋, 杨得坡, 钱纯果, 等. 阳春砂根茎多糖分离纯化、结构表征及抗氧化活性[J]. 食品与发酵工业,2021,47(16):52−58. [ZHOU Y, YANG D P, QIAN D G, et al. Purification, structural characterization and antioxidant activity of polysaccharide from the rhizome of Amomum villosum Lour[J]. Food Science,2021,47(16):52−58.
[29]	LIU J, ZHAO Y P, WU Q X, et al. Structure characterisation of polysaccharides in vegetable "okra" and evaluation of hypoglycemic activity[J]. Food Chemistry,2018,242:211−216. doi: 10.1016/j.foodchem.2017.09.051
[30]	GONG L, ZHANG, H, NIU, Y, C, et al. A novel alkali extractable polysaccharide from Plantago asiatic L. seeds and its radical-scavenging and bile acid-binding activities[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 63: 569-577.
[31]	YAN J K, LI X W, QIAO Z R, et al. Effect of different drying methods on the product quality and bioactive polysaccharides of bitter gourd (Momordica charantia L.) slices[J]. Food Chemistry,2019,271:588−596. doi: 10.1016/j.foodchem.2018.08.012

施引文献(24)

期刊类型引用(19)

1.	施江南，温乐乐，江丽洁，陈俊宇，施呈林，叶梓，李灿，徐晴，吴建军，崔琦，秦路平，刘巨钊. 基于文献计量学的覆盆子研究热点与趋势分析. 中草药. 2025(02): 598-616 . 百度学术
2.	贾苗苗，吴明慧，谢和兵，袁志兵，尼玛次仁. 藏药痛风丸HPLC特征图谱及7种成分含量测定研究. 中南药学. 2025(03): 668-673 . 百度学术
3.	李色杰，梁锦，罗清淋，黄龙江，郑广进，黄桔. 鞣花酸对胃癌细胞生长及迁移的作用研究. 广东化工. 2024(07): 69-71 . 百度学术
4.	吴明慧，江德恩，杨俊峰，王佩，袁志兵，谢和兵. 藏药十味乳香散HPLC特征图谱及5个成分的含量测定. 中国现代中药. 2024(11): 1980-1988 . 百度学术
5.	殷燕，刘玉宁，王佩，刘艳萍，袁志兵，谢和兵. HPLC法同时测定藏药四味石榴丸中主要指标成分的含量. 中医药导报. 2024(11): 60-63 . 百度学术
6.	沈树青，贾敏，胡文韬，狄伟. 赤芍治疗银屑病的网络药理学机制. 现代医药卫生. 2023(02): 181-185+191 . 百度学术
7.	彭雪峰，刘毅，赵飞，王瑞敏，张译心，芦玥，贾跃进. 基于“靶点-成分-中药”网络及临床数据探究贾跃进治疗冠心病合并抑郁症用药规律及核心中药处方. 国际中医中药杂志. 2023(03): 338-346 . 百度学术
8.	陈两绵，祖里皮亚·塔来提，玉素甫江·艾力，李建梅，霍仕霞，高慧敏，王智民. 维吾尔族药睡莲花中多种活性成分同步测定的质量控制方法建立. 中国实验方剂学杂志. 2023(09): 202-209 . 百度学术
9.	刘玉杰，季嘉城，张硕，唐丽，陈浪，张敏，王鹏娇，李韬，高秀丽. 刺梨中鞣花酸的分离鉴定及提取工艺的优化. 食品工业科技. 2023(08): 212-220 . 本站查看
10.	郗仲玟，田宇柔，冯玉，李军山，牛丽颖. UPLC-MS/MS法同时测定彝族药紫地榆中11个化学成分的含量. 药物分析杂志. 2023(04): 573-581 . 百度学术
11.	袁奖娟，郝佳波，刘云，冯倩，阚欢，陆斌. 云南3种有色泡核桃仁营养成分及仁衣中多酚类物质分析. 中国油脂. 2023(05): 120-123+128 . 百度学术
12.	刘月，范高福，姚琪琪，胡婷，郑斌. 石榴提取物鞣花酸乳膏剂的制备工艺初探. 包头医学院学报. 2023(06): 88-91+96 . 百度学术
13.	罗佳，马若克，乔梦吉，符韵林. 大花序桉边心材酚类成分分布及鉴定. 北京林业大学学报. 2023(06): 127-136 . 百度学术
14.	夏铭隆，尹业鑫，肖银涛，郑赛珍，谭碧娥，王磊，陈家顺. 鞣花酸的生理功能及其在动物生产中的应用研究进展. 饲料研究. 2023(11): 149-154 . 百度学术
15.	林潇，张庆霞，王京龙，杨福霞，许莉莉. 鞣花酸纳米微囊的制备及其在乳腺癌MCF-7细胞株中的抗肿瘤效果. 中华实验外科杂志. 2023(08): 1554-1557 . 百度学术
16.	宋子欣，孙倩茹，方嘉璇，王昌涛，李萌，王冬冬. 石榴皮主要活性成分及其在化妆品中的应用研究进展. 日用化学工业(中英文). 2023(10): 1211-1219 . 百度学术
17.	张文霞，康亚男. 响应面法优化盐覆盆子有效成分鞣花酸的提取工艺. 中国民族民间医药. 2023(22): 38-41 . 百度学术
18.	马矜烁，许菲，范传优，崔彤彤，苏慧慧. 余甘子化学成分的提取、生物学功能及其在畜牧生产中的应用. 饲料研究. 2023(24): 165-171 . 百度学术
19.	贾哲，桑志祥，张梦馨，丁凌霄，徐海军. 鞣花酸对应激小鼠血常规指标的影响. 饲料博览. 2022(05): 38-41 . 百度学术

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图(7) / 表(4)

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1. 材料与方法
1.1 材料与仪器
1.2 实验方法
1.2.1 覆盆子多糖的提取
1.2.2 多糖化学组成的测定
1.2.3 相对分子量的测定
1.2.4 扫描电镜
1.2.5 傅立叶红外光谱测定
1.2.6 流变学测定
1.2.7 DPPH自由基清除能力的测定
1.2.8 羟基自由基清除能力
1.2.9 ABTS+自由基清除能力的测定
1.2.10 α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶抑制率的测定
1.2.11 持油力的测定（OBC）
1.2.12 胆固醇结合能力的测定（CBC）
1.2.13 胆酸钠结合能力的测定（BBC）
1.3 数据处理
2. 结果与分析
2.1 多糖得率与化学组成分析
2.2 分子量和单糖组成分析
2.3 扫描电镜分析
2.4 傅立叶红外分析
2.5 流变学特性分析
2.6 体外抗氧化活性
2.7 体外α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶的抑制作用
2.8 体外结合能力
3. 结论

1. 材料与方法
1.1 材料与仪器
1.2 实验方法
1.2.1 覆盆子多糖的提取
1.2.2 多糖化学组成的测定
1.2.3 相对分子量的测定
1.2.4 扫描电镜
1.2.5 傅立叶红外光谱测定
1.2.6 流变学测定
1.2.7 DPPH自由基清除能力的测定
1.2.8 羟基自由基清除能力
1.2.9 ABTS⁺自由基清除能力的测定
1.2.10 α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶抑制率的测定
1.2.11 持油力的测定（OBC）
1.2.12 胆固醇结合能力的测定（CBC）
1.2.13 胆酸钠结合能力的测定（BBC）
1.3 数据处理
2. 结果与分析
2.1 多糖得率与化学组成分析
2.2 分子量和单糖组成分析
2.3 扫描电镜分析
2.4 傅立叶红外分析
2.5 流变学特性分析
2.6 体外抗氧化活性
2.7 体外α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶的抑制作用
2.8 体外结合能力
3. 结论

参考文献(31)

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提取方法对覆盆子多糖理化性质和体外生物活性的影响

作者简介: 田颖鹏（1996−），男，硕士研究生，研究方向：食品加工，E-mail：tianyingpeng2021@163.com

通讯作者: 汪磊（1989−），男，博士，讲师，研究方向：功能碳水化合物，Email：wlei0904@163.com

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出版历程

Effects of Extraction Methods on the Physicochemical Properties and Bioactivities in Vitro of Raspberry (Rubus idaeus L.) Polysaccharides

1. 材料与方法

1.1 材料与仪器

1.2 实验方法

1.2.1 覆盆子多糖的提取

1.2.2 多糖化学组成的测定

1.2.3 相对分子量的测定

1.2.4 扫描电镜

1.2.5 傅立叶红外光谱测定

1.2.6 流变学测定

1.2.7 DPPH自由基清除能力的测定

1.2.8 羟基自由基清除能力

1.2.9 ABTS+自由基清除能力的测定

1.2.10 α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶抑制率的测定

1.2.11 持油力的测定（OBC）

1.2.12 胆固醇结合能力的测定（CBC）

1.2.13 胆酸钠结合能力的测定（BBC）

1.3 数据处理

2. 结果与分析

2.1 多糖得率与化学组成分析

2.2 分子量和单糖组成分析

2.3 扫描电镜分析

2.4 傅立叶红外分析

2.5 流变学特性分析

2.6 体外抗氧化活性

2.7 体外α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶的抑制作用

2.8 体外结合能力

3. 结论

期刊类型引用(19)

其他类型引用(5)

计量

出版历程

目录

1. 材料与方法

1.1 材料与仪器

1.2 实验方法

1.2.1 覆盆子多糖的提取

1.2.2 多糖化学组成的测定

1.2.3 相对分子量的测定

1.2.4 扫描电镜

1.2.5 傅立叶红外光谱测定

1.2.6 流变学测定

1.2.7 DPPH自由基清除能力的测定

1.2.8 羟基自由基清除能力

1.2.9 ABTS+自由基清除能力的测定

1.2.10 α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶抑制率的测定

1.2.11 持油力的测定（OBC）

1.2.12 胆固醇结合能力的测定（CBC）

1.2.13 胆酸钠结合能力的测定（BBC）

1.3 数据处理

2. 结果与分析

2.1 多糖得率与化学组成分析

2.2 分子量和单糖组成分析

2.3 扫描电镜分析

2.4 傅立叶红外分析

2.5 流变学特性分析

2.6 体外抗氧化活性

2.7 体外α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶的抑制作用

2.8 体外结合能力

3. 结论

作者简介:
田颖鹏（1996−），男，硕士研究生，研究方向：食品加工，E-mail：tianyingpeng2021@163.com

通讯作者:
汪磊（1989−），男，博士，讲师，研究方向：功能碳水化合物，Email：wlei0904@163.com

1.2.9 ABTS⁺自由基清除能力的测定

1.2.9 ABTS⁺自由基清除能力的测定