抑郁症是一种中枢系统精神障碍，以情绪低落，思维迟钝，语言行动减少，绝望等为主要表现，难治愈且易反复发作^[1]。发病机制与下丘脑-垂体-肾上腺（hypothalamic-pituitary-adrenal，HPA）轴有关。HPA轴是脑内重要的神经内分泌反馈调节轴，在面对应激时，由于促肾上腺皮质激素释放激素（corticotropin-releasing hormone，CRH），促肾上腺皮质激素（adrenocorticotropic hormone，ACTH）和皮质酮（corticosterone，CORT）的大量释放，HPA轴过度激活，导致功能亢进，负反馈调节机制受损，并伴有海马神经元的损伤^[2-3]。目前临床抑郁症治疗多采用神经递质再摄取抑制剂并辅以心理治疗，但疗效差并伴有副作用。中药治疗抑郁症不仅可以缓解症状，并可长期服用，具有多成分，多靶点的特点，能够成为抗抑郁药物重要来源^[4]。

林下参（understory Panax ginseng，UPG）是把人参种子撒播到山林后数年采收，主要成分为人参皂苷、多糖、挥发油等物质，具有调五脏，安精神，定魂魄之功效^[5]。研究证实人参皂苷Rg₁、Rb1、Rg3等^[6-8]单体成分具有抗抑郁活性，可改善HPA轴调节紊乱，提高脑源性营养神经因子与单胺神经递质水平^[9]。人参类中药材在2012年被国家卫生部批准为药食同源后，在保健食品中的开发应用成为了一大热潮。与园参相比，UPG中的皂苷种类和含量更为丰富，药用价值更高。但因其生长年限长，对栽培技术，生长环境要求严格，导致UPG数量并不多，并且价格较为昂贵而少有研究^[10]。因此本课题采用慢性不可预知温和应激（chronic unpredictable mild stress，CUMS）诱导的小鼠抑郁模型，观察林下参提取物（UPGE）给药对CUMS小鼠的行为学影响，并探讨UPGE对HPA轴的反馈调节作用，以探索UPGE治疗抑郁症可能的作用机制，为UGPE抗抑郁的保健类药物的开发提供新思路。

1.   材料和方法

1.1   材料与仪器

健康雄性昆明种小鼠　60只，SPF级，体重在18~22 g左右，来源于辽宁长生实验动物技术有限公司，合格证号：SCXK（辽）2020-0001。喂养标准（0.5 d光照/ 0.5 d黑暗，温度21±3 ℃，相对湿度50%±10%）内，自由饮食饮水。本研究获得长春中医药大学实验动物伦理委员会批准（批准编号2020198）。UPG（十年生）　实验室提供，经鉴定来源于五加科植物林下参understory Panax ginseng，符合2020年版《中国药典》标准。生理盐水　四川科伦药业股份有限公司；盐酸文拉法辛　成都康弘药业；无水乙醇　广东光华科技股份有限公司；ACTH试剂盒、CORT试剂盒、CRH试剂盒　黄石研科生物科技有限公司；色谱甲醇、色谱乙腈　美国Fisher公司；香草醛　麦克林生物公司；冰乙酸　天津新通精细化工有限公司；二甲苯、盐酸　国药集团化学试剂有限公司；BSA　Solarbio；苏木素染液、PBS缓冲液　武汉谷歌生物科技有限公司；组化试剂盒DAB显色剂　DAKO。

N-1100旋转蒸发仪　日本东京理化器械株式会社；TM-Vision旷场行为学实验系统、WMT-100S型Morris水迷宫视频分析系统　泰盟公司；Infinite N200 pro酶标测定仪　美国TECAN公司；ST8R高速冷冻离心机　美国Thermo公司；OLYMPUS CKX53荧光倒置显微镜　日本奥林巴斯株式会；BT25S型电子天平　德国Sartorius公司；Agilent accurate 6520四极杆-飞行时间质谱仪　美国Agilent公司；Pro 200组织研磨仪　美国Pro Scientific公司；Milli-Q超纯水系统　美国Millipore公司；SHB-Ⅲ循环水式多用真空泵　郑州长城科工贸有限公司；JB-P5包埋机　武汉俊杰电子有限公司；RM2016病理切片机　上海徕卡仪器有限公司；KD-P组织摊片机　浙江省金华市科迪仪器设备有限公司；WD-9405A脱色摇床　北京市六一仪器厂。

1.2   实验方法

1.2.1   药液的配制

参照李海军^[11]药材提取方法，并加以改进。称取UPG 20 g，置于加热回流装置中，按照1:8的固液比加入70%乙醇溶液回流提取，回流提取三次，时间分别为2、2、1 h，趁热过滤合并滤液，减压浓缩至48 mL，得到提取物浓缩液。样品处理精密量取UPGE 1 mL，加入9 mL的蒸馏水混匀，置于分液漏斗中，加入20 mL的乙醚脱脂三次，收集下层水相。向水相中加入水饱和的正丁醇20 mL，萃取三次，合并正丁醇层，置于蒸发皿中，40 ℃水浴挥干，适量的色谱甲醇溶解，最后定容到10 mL的容量瓶中，过0.22 μm滤膜，即得供试样品。对照品溶液制备：精密称取人参皂苷Rg1、Re、Rb1、Rb2、Rc、Rd 0.1 mg，用甲醇溶解并稀释，制成浓度分别为0.1 mg/mL的对照品溶液。利用外标法，以对照品的保留时间和峰面积，对UPGE中人参皂苷进行定性和定量分析。

1.2.2   皂苷的测定

总皂苷测定以Re标准品为对照，参照药典方法^[12]测定总皂苷为香草醛-冰醋酸显色法，紫外可见分光光度法测定总皂苷含量：配制人参皂苷标准品Re 1 mg/mL，分别取标准品10、20、40、60、80、100 μL，并精密量取“1.2.1”项下制得的样品100 μL至具塞刻度试管中，氮气吹干，加入5%的香草醛冰醋酸溶液0.2 mL，高氯酸0.8 mL，摇匀，60 ℃水浴加热10 min，冰水浴冷却10 min，加入5 mL冰醋酸终止反应，于550 nm处测定吸光度值。根据不同浓度下标准品所做标准曲线方程，将样品吸光度值代入，得到总皂苷含量。

色谱及质谱条件：色谱柱：Thermo C₁₈色谱柱（50 mm×3 mm，2.7 μm）；柱温：35 ℃；样品室温度：4 ℃；流动相：Ａ为0.1%甲酸水溶液，B为乙腈；流速：0.2 mL/min。梯度洗脱程序：0～5.0 min，19% B；5.0～7.0 min，19% B～20.5% B；7.0～11.9 min，20.5% B～20.9% B；11.9～13.0 min，20.9% B～21% B；13～15.0 min，21% B～21.3% B；15.0～30.0 min，21.3% B～27% B；30.0～32.0 min，27% B～31% B；32.0～49.0 min，31% B～36% B；49～50.0 min，36% B～37.5% B；50.0～55.0 min，37.5% B～45% B；55.0～67.0 min，45% B～90% B；67.0～70.0 min，90% B；70.0～73.0 min，90% B～19% B；73.0～78.0 min，19% B。进样量：3 μL。

采用电喷雾电离方式进行离子化，全扫描模式（Full Scan）。扫描范围：m/z 300～1300；喷雾电压：4000 Ｖ；鞘气压力：6.125 MPa；辅助气压力：0.875 MPa；传输毛细管温度：350 ℃；雾化器温度：300 ℃；针泵进样。数据采用Thermo Xcalibar软件进行分析。

采用外标法计算公式为：

式中：Cx为样品浓度；Cr为对照浓度；Ax为样品峰面积；Ar为对照峰面积，UPGE中的皂苷浓度根据六种已知浓度皂苷标准品作为对照峰面积进行定量计算得出。

1.2.3   动物分组给药及CUMS小鼠模型的建立

雄性昆明小鼠适应性饲养一周，记录体重，分组前对小鼠进行糖水适应性训练，在禁水24 h后进行糖水偏好实验，剔除对糖水过于敏感或极不喜爱的不合格小鼠，使小鼠的糖水偏好率基本保持一致。将剩余小鼠随机分为四组（n=15），分别为空白组（Control），模型组（CUMS），文拉法辛组（10 mg·kg⁻¹ Ven）以及林下参提取物组（100 mg·kg⁻¹ UPGE）。正常组小鼠正常饲养并不采取任何刺激，其余各组参照戴国梁等^[13]CUMS小鼠造模方法。具体做法如下：禁水24 h，45 ℃热水中游泳5 min，潮湿垫料24 h，摇晃鼠笼15 min，夹尾5 min，电击足部一次（3 mA，5 s），8 ℃冷水游泳5 min，束缚3 h，45°倾斜鼠笼24 h，禁食24 h，昼夜颠倒24 h。每天上午九点随机采取一种刺激方式且不连续，小鼠无法预知。造模时间持续六周，在造模之前记录小鼠体质量，进行糖水偏好，旷场实验行为学实验记录^[14]。造模后小鼠出现体质量减轻，糖水偏好度下降，自发活动及探索行为减弱的情况，表明造模成功。造模三周后，各组灌胃给药同时继续进行CUMS操作，文拉法辛研成粉，用生理盐水配制为1 mg/mL药液，UPGE用生理盐水稀释至10 mg/mL，生理盐水对小鼠健康状态并无影响。小鼠按照体质量给药，并根据动物和人体间的等效剂量换算公式进行换算，每组按10 mL·kg⁻¹灌胃小鼠，正常组及模型组给予等剂量生理盐水灌胃3周。具体实验流程见图1。

图  1  实验流程

Figure  1.  Experimental procedure

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1.2.4   小鼠一般情况和体质量记录

观察小鼠饮食量、饮水量、毛色光滑度及精神状态，每隔7 d对小鼠进行体质量记录。

1.2.5   行为学指标检测小鼠抑郁样行为

1.2.5.1   糖水偏好测试

通过糖水摄入量的改变情况反映小鼠快感缺失，快感缺失是抑郁症的核心症状。参照贾志霞等^[15]报道的方法，所有小鼠在实验前及开始造模后进行糖水偏好实验。动物在第1 d后放入给予小鼠2瓶1%的蔗糖水（200 mL）；第2 d给予1瓶1%的蔗糖水（200 mL）和1瓶普通饮用水（200 mL）；第3 d在禁食和水23 h后，1瓶1%的蔗糖水（200 mL）和1瓶普通饮用水（200 mL），0.5 h后互换位置，取走再次称重。计算糖水偏爱比率（%）=糖水消耗／总液体消耗×100。

1.2.5.2   旷场实验

通过动物在陌生环境下的自发活动能力以及探索活动，反映兴趣丧失，评价小鼠状态。参照王威等^[16]报道的方法，将每只小鼠轻放在旷场实验箱的正中间，通过上方相机拍摄记录小鼠在5 min的运动轨迹，分析水平运动得分（水平运动总距离）与垂直得分（站立次数），在每只小鼠测试前，箱底用75%乙醇彻底清洗，避免气味干扰下一只小鼠实验结果。

1.2.6   Morris水迷宫

实验反映小鼠海马依赖的空间学习和记忆能力，参照薛岱榆等^[17]报道的方法。把小鼠放在一个盛有高50 cm，直径160 cm的圆形水池中（温度24～26 ℃）。水池分成A、B、C、D 4个象限，A象限池中放置平台于水下2 cm处，小鼠面向水池壁轻放于水中，记录逃避潜伏期（爬上平台时间），若90 s没有找到平台，引导至平台上停留10 s，此时逃避潜伏期为90 s，再次进行重复。每天2次试验，以确保观察当天产生的短期记忆的可能性，连续测量3 d。Morris水迷宫实验完成后，转移走水下平台，小鼠从背对平台放入水中，记录300 s内小鼠游泳运动情况，记录在A象限停留的时间，即目标象限停留时间。

1.2.7   HPA轴相关激素的检测

参照韦震等^[18]报道的方法，于末次给药后2 h后处死小鼠，眼球取血法采集血液样本，于3000 r·min⁻¹下，离心15 min获得上清液，分离血清和血浆样本，转移至−80 ℃下储存。于冰浴下，从小鼠上取出完整大脑组织，再通过生理盐水对其进行洗涤，取出双侧海马，于−80 ℃下储存。分析采用ELISA试剂盒说明书要求检测各组小鼠血浆中CORT、ACTH和CRH含量。

1.2.8   HE染色观察海马形态学变化

参照赵洪庆等^[19]报道的方法，小鼠海马组织用10%中性福尔马林固定，石蜡化，切片，完成HE染色后脱蜡，水化，染色，脱水中性树胶封片等步骤后，用高倍显微镜观察小鼠海马组织形态学变化，进行图像采集分析。

1.2.9   TUNEL法检测小鼠海马组织神经元凋亡

参照曹智怡等^[20]报道的方法，将海马组织脱水、包埋、切片，脱蜡，水化，经过PBS浸洗和细胞通透后，置于50 μL体积的TUNEL反应混合物中，避光孵育1 h。最后用DAPI染色，在荧光显微镜下观察整个海马区，观察倍数为×100和×400。记录凋亡细胞数量，TUNEL阳性细胞与DAPI阳性细胞的比值评价凋亡程度。

1.3   数据处理

全部试验数据采取均数±标准偏差表示。通过SPSS17.0程序实施相应分析，组间对比通过ONE-WAY ANOVA进行。当P<0.05，判定对比为存在差异，P<0.01，判定对比存在显著差异。

2.   结果与分析

2.1   总皂苷含量的测定结果

以Re为标准品，采用香草醛-冰醋酸显色法，紫外分光光度法测定提取物中总皂苷的含量，该方法得到标准曲线为Y=0.001X+0.057（R²=0.994），线性范围良好，精密度，稳定性符合要求，样品吸光值代入标准曲线，提取物中主成分总皂苷的浓度为26.5 mg/mL，总皂苷是UPG中主要活性成分和有效成分，经查证文献^[7,21]，提取液中其他成分的存在并不会影响实验结果。所提取的20 g UPG药材中总皂苷的含量占比为6.36%。

2.2   UPGE中皂苷单体的鉴别

采用TSQ Endura三重四级杆质谱仪对UPGE进行了质谱数据收集，对分离得到的色谱峰进行了分析，结合一级和二级质谱图以及人参皂苷化学成分文献的报道，最终对UPGE中的鉴别出人参皂苷成分16种，其中归属为PPD型人参皂苷有9种，分别为Rb₁、Rc、Rb₂、丙二酰人参皂苷Rc（mRc）、Rd、Quinquenoside R₁、Rs₁、Rg₃、Rg₅。归属为PPT型人参皂苷有六种，分别为20-Glu-Rf、Rg₁、Re、Rf、F3、Rg₂。归属为齐墩果酸类皂苷类一种，为人参皂苷Ro。由“1.2.1”项下所得供试品总离子流图如图2所示。并对其中几种常见皂苷Rg₁、Re、Rb₁、Rb₂、Rc、Rd含量进行计算，得到Rg₁含量为0.039 mg/mL，Re含量为0.044 mg/mL，Rb1含量为0.042 mg/mL，Rc含量为0.060 mg/mL，Rb2含量为0.025 mg/mL，Rd含量为0.058 mg/mL。

图  2  林下参提取物的离子流色谱图

Figure  2.  TIC chromatography of UPGE

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2.3   UPGE对CUMS小鼠一般状态和体质量影响

小鼠一般状态观察：空白组小鼠精神状态良好，毛发光泽，粪便正常，探索行为较多；模型组小鼠毛色黯淡且杂乱，食欲减退，精神状态较差，极少有探索行为，常处于不动蜷缩状态。Ven组（10 mg·kg⁻¹）及UPGE给药组（100 mg·kg⁻¹）与模型组小鼠对比较为活跃、双眼有神、毛发光泽。小鼠体质量变化：造模前各组小鼠之间体质量基本一致。与空白组小鼠比较，模型组小鼠体质量增长缓慢且变化幅度显著降低；与模型组比较，Ven组（10 mg·kg⁻¹）及UPGE组（100 mg·kg⁻¹）在21 d开始灌胃给药后体质量及增长速率均显著上升，且出现显著统计学差异（P<0.05）。给药结束后，与模型组比较，给药组小鼠体质量有着明显增加（P<0.05），见图3。

图  3  UPGE对小鼠的体质量变化影响（$\overline{\rm{x}}$±s, n=10）

注：与空白组比较，^#P<0.05，^##P<0.01；与模型组比较，*P<0.05，**P<0.01；图4~图7，图9同。

Figure  3.  Effect of UPGE on weight changes of mice ($\overline{\rm{x}}$±s, n=10)

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2.4   UPGE对CUMS小鼠行为学的影响

2.4.1   UPGE对CUMS小鼠糖水偏好率的影响

在21 d造模实验结束后，与空白组比较，模型组小鼠对蔗糖水的食用减少（P<0.01）。与模型组比较，Ven组（10 mg·kg⁻¹）及UPGE组（100 mg·kg⁻¹）的糖水偏爱率均显著升高（P<0.01），对小鼠的抑郁有一定的改善作用，差异具有统计学意义（P<0.05，P<0.01），见图4。

图  4  UGPE对小鼠糖水偏嗜度的影响（$\overline{\rm{x}}$±s, n=10）

Figure  4.  Effect of UGPE on sugar water preference in mice ($\overline{\rm{x}}$±s, n=10)

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2.4.2   UPGE对CUMS小鼠水平及垂直运动的影响

造模前实验各组的小鼠，水平和垂直得分基本一致；从造模后第3周开始，与正常组比较，模型组小鼠水平运动距离及垂直运动得分均明显下降（P<0.05，P<0.01）；与模型组比较，Ven组（10 mg·kg⁻¹）及UPGE组（100 mg·kg⁻¹）小鼠的水平及垂直活动行为有一定的改善作用（P<0.05，P<0.01），见图5。

图  5  UPGE对CUMS小鼠自主活动的影响（$\overline{\rm{x}}$±s, n=10）

注：（a）水平得分；（b）垂直得分；（c）旷场实验热图。

Figure  5.  Effect of UPGE on autonomic activity of CUMS mice ($\overline{\rm{x}}$±s, n=10)

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2.4.3   UPGE对CUMS小鼠逃避潜伏期和空间探索影响

在Morris水迷宫实验中，与正常组相比，模型组的逃避潜伏期显著上升（P<0.01）；与模型组比较，Ven组（10 mg·kg⁻¹）和UPGE给药组（100 mg·kg⁻¹）的逃避潜伏期均有降低（P<0.05），与正常组比较，模型组于目标象限的穿越平台次数以及目标象限停滞时间存在明显减少（P<0.01）；与模型组比较，Ven组（10 mg·kg⁻¹）和UPGE给药组（100 mg·kg⁻¹）的小鼠的穿越平台次数和目标象限滞留时间显著提升（P<0.05，P<0.01），见图6。

图  6  UPGE对CUMS小鼠逃避潜伏和空间探索的影响（$\overline{\rm{x}}$±s, n=10）

注：（a）逃避潜伏期；（b）穿越平台次数；（c）目标象限停滞时间；（d）水迷宫实验热图。

Figure  6.  Effect of UPGE on escape latent and space exploration of CUMS mice ($\overline{\rm{x}}$±s, n=10)

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2.5   UPGE对CUMS小鼠HPA轴相关激素的影响

实验结果显示，与正常组比较，模型组小鼠血清中三种激素水平含量呈现上升趋势（P<0.05，P<0.01）。与模型组比较，Ven对照组（10 mg·kg⁻¹）和UPGE给药组（100 mg·kg⁻¹）血清中激素的含量呈现降低趋势（P<0.05），见图7。

图  7  UGPE对CUMS小鼠激素水平的影响（$\overline{\rm{x}}$±s, n=10）

注：（a）ACTH水平；（b）CORT水平；（c）CRH水平。

Figure  7.  Effect of UGPE on hormone level of CUMS mice ($\overline{\rm{x}}$±s, n=10)

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2.6   UPGE对CUMS小鼠海马组织病理结构影响

通过对小鼠脑海马组织进行HE染色观察可见，正常组小鼠脑组织海马DG区及CA3区细胞呈排列整齐，形状规则，而且层次分明，细胞核清晰完整，胞体无空泡现象。模型组小鼠海马DG区细胞数目与正常组比较明显减少，部分神经元胞体呈空泡状，CA3区细胞排列稀疏并且层次感杂乱，密度下降，细胞核形态异常，或出现皱缩，核膜边界模糊，细胞质着色较浅，伴有核碎裂和核溶解，说明神经元受损；与模型组相比，Ven组（10 mg·kg⁻¹）和UPGE给药组（100 mg·kg⁻¹）小鼠的DG区和CA3区的海马神经元细胞密度增加，细胞数量增多，而且改善细胞形态，减小细胞的间隙，整体状况有明显的缓解趋向于正常组，对于神经元的损伤有一定的修复作用，见图8。

图  8  小鼠海马组织HE染色

注：红色箭头表示Ven组和UPGE组对于海马组织CA3区和DG区有明显治疗作用。

Figure  8.  Mouse Hippocampus HE staining

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2.7   UPGE对CUMS小鼠海马神经元的影响

实验通过TUNEL法检测CUMS抑郁模型小鼠海马神经元细胞的凋亡细胞的数量及分布情况（绿色荧光为TUNEL标记的阳性细胞），阐明 UPGE的抗抑郁效果与海马神经元细胞凋亡的关系。海马神经元细胞凋亡会损害突触连接并导致抑郁症状。与正常组比较，模型组小鼠的海马神经元细胞凋亡率显著提升（P<0.01），经Ven组（10 mg·kg⁻¹）及UPGE给药组（100 mg·kg⁻¹）干预后，海马区神经元细胞凋亡显著减少（P<0.05，P<0.01）。说明UPGE能够缓解由于CUMS应激所致海马区神经细胞凋亡状况，有显著的治疗效果，见图9。

图  9  UPGE对CUMS小鼠海马区神经元凋亡率的影响（$\overline{\rm{x}}$±s, n=10）

Figure  9.  Effects of UPGE on apoptosis rate of neurons in hippocampus of CUMS mice ($\overline{\rm{x}}$±s, n=10)

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3.   讨论与结论

本实验通过液质联用数据收集，鉴别出UPGE中的皂苷单体成分Rg₁，Re，Rb₁，Rb₂和Rc，Rf含量相对较高，同时含有稀有人参皂苷Rg₃，Rg₅等。其中人参皂苷Rg1可诱导海马区神经干细胞增殖和分化；人参皂苷Re能够改善大鼠学习记忆障碍；人参皂苷Rb1具有促智作用，表明林下参提取物中的主成分皂苷类物质对于抑郁症具有治疗作用^[21]。

本课题采用的CUMS方案被广泛用于动物抑郁模型的建立，该方法较好的模拟了社会的复杂多变的压力刺激和人们的应激心理^[22-24]。本研究所采用的糖水偏好实验，旷场实验，Morris水迷宫实验能够评判抑郁小鼠是否造模成功。实验结果显示，与模型组小鼠相比，UPGE组小鼠精神状态好转，毛发光泽，体质量增长速度趋于正常，类似于抑郁的临床表现有明显改善，各项行为学指标均有不同程度的恢复。在糖水偏好实验中，UPGE组小鼠对糖水的喜爱程度上升，快感缺失情况有所好转。旷场实验中，UPGE组小鼠水平运动距离增加，在新环境中的运动能力提升，并且垂直站立次数同时增加，证明小鼠在陌生环境下的自主探索能力以及好奇性加强。Morris水迷宫实验中，小鼠逃避潜伏期缩短，并且在平台不存在时，穿越目标象限的次数和停滞时间增加，表明小鼠空间学习和记忆能力有一定程度的提升^[25]，经过UPGE治疗后可改善CUMS所因其的小鼠抑郁行为，具有抗抑郁作用。

HPA轴是机体的重要反馈调节系统，能够调节体内激素水平，参与调控应激反应。刘丽琴等^[26-28]研究证实通过CUMS造模后，大鼠呈现出 HPA 轴脱抑制状态，最终引起CRH，ACTH、CORT等激素水平的持续性升高，海马GR，大脑皮层BDNF mRNA水平的降低，人参皂苷能够改善由慢性应激所致的大鼠抑郁样行为及生化指标变化。本实验结果显示，经过慢性应激后小鼠，HPA轴反馈功能受损，表现为CRH等激素水平的显著增加，与Pan等^[29-31]研究相一致，经UPGE干预后，CUMS小鼠抑郁样行为及生化指标得到改善，提示UPGE抗抑郁机制与调节修复HPA轴功能相关。海马富含GR等受体，对CORT更为敏感，具有调控情绪、认知记忆等功能，GR依靠其低亲和性，负责GC在高水平下结合，避免HPA轴的过度应激而失调。Mizoguchi等^[32-34]研究证实在反复的应激诱导下，CORT的增加，导致海马中GR受体水平的下调，负反馈作用失衡，进而引发HPA轴的调节功能障碍，机体的内分泌，免疫等功能紊乱，本研究结果与此一致。CUMS小鼠的海马神经元皱缩受损，细胞密度下降，凋亡率上升，导致海马功能下降和负反馈作用失衡，将HPA轴恢复到正常的调节功能是治疗抑郁症的关键^[35-36]。本研究实验结果表明，UPGE组治疗后降低了CUMS小鼠血浆中CRH，ACTH，CORT的水平，显示出UPGE对亢进的HPA轴的反馈调节修复功能。HE染色和TUNEL实验结果表明，UPGE组治疗后的CUMS小鼠海马区神经元形态恢复正常，细胞密度上升，萎缩受损的神经细胞得到修复，海马神经元凋亡率下降，一定程度上恢复了海马中的GR水平以及对HPA轴的负反馈作用，这一作用可能是UPGE其发挥抗抑郁作用的重要机制。

综上，UPGE具有显著的抗抑郁功效，其机制可能与抑制HPA轴亢进，维持HPA轴正常调节功能，修复受损海马神经元有关，为治疗抑郁症的临床治疗以及抗抑郁药物的开发提供了一定的理论依据，关于UPGE抗抑郁的分子机制有待更深一步的研究与探讨。