Analysis of Polyphenols from Lemon Peel and Its Effect on Glucose Metabolism in Insulin-resistant HepG2 Cells
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摘要: 目的：探究柠檬皮多酚（Limon Peel Polyphenols，LPP）的组成成分，并研究其对胰岛素抵抗（Insulin Resistance，IR）的HepG2细胞糖代谢的影响。方法：采用高效液相色谱串联四级杆飞行时间质谱法（HPLC-QTOF-MS）分析LPP组成，利用HepG2细胞建立胰岛素抵抗模型，用LPP作用于IR-HepG2细胞，通过测定细胞葡萄糖消耗量初步探究LPP对糖代谢的影响，再通过测定糖原含量和己糖激酶（Hexokinase，HK）、丙酮酸激酶（Pyruvate Kinase，PK）、磷酸烯醇式丙酮酸羧基酶（Phosphoenol Pyruvate Carboxykinase，PEPCK）、葡萄糖六磷酸酶（Glucose-6-Phosphatase，G6Pase）的活性，探究LPP调节细胞糖代谢的作用途径。结果：经过HPLC-QTOF-MS分析出12种物质，主要为黄酮及其苷类成分；在糖代谢研究方面，与模型组相比浓度为0.1~2 mg/mL柠檬皮多酚可显著提高细胞葡萄糖消耗量（P<0.05），且当浓度为0.5 mg/mL时其提高IR-HepG2细胞糖原含量和HK、PK活性，降低PEPCK和G6Pase活性的能力最接近于二甲双胍阳性对照。结论：柠檬皮多酚可以缓解IR-HepG2细胞的胰岛素抵抗状态，并能通过促进糖原合成、提高糖酵解关键酶活性、降低糖异生酶活力的方式调节糖代谢水平，为后续的体内研究提供了数据支持，并为未来开发功能性产品提供了理论依据。Abstract: Objective: To explore the composition of limon peel polyphenols (LPP) and its influence on glucose metabolism in insulin resistance (IR) HepG2 cells. Methods: The composition of LPP was analyzed by HPLC-QTOF-MS. HepG2 cells were used to establish insulin resistance model, IR-HepG2 cells were treated with LPP, and the effect of LPP on glucose metabolism was preliminarily investigated by measuring glucose consumption. By determining glycogen content and hexokinase (HK), pyruvate kinase (PK), phosphoenol pyruvate carboxykinase (PEPCK) and glucose-6-phosphatase (G6Pase) activities to explore the pathway of LPP regulating glucose metabolism in cells. Results: Twelve compounds were identified by HPLC-QTOF-MS, mainly flavonoids and their glycosides. In the study of glucose metabolism, compared with the model group, the concentration of 0.1~2 mg/mL lemon peel polyphenols significantly increased glucose consumption (P<0.05), and the ability to increase the glycogen content and HK and PK activities and decrease the PEPCK and G6Pase activity of IR-HepG2 cells was closest to metformin-positive control when the concentration of lemon peel polyphenols was 0.5 mg/mL. Conclusion: Lemon peel polyphenols can reduce IR-HepG2 cell state of insulin resistance, and can promote glycogen synthesis, improve the glycolytic key enzyme activity, reduce sugar dysplasia regulate sugar metabolism enzyme activity way, it provides data support for the subsequent research in the body, and provides the theoretical basis for the future development of functional products.
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糖尿病（Diabetes Mellitus，DM）是目前临床上面临的主要治疗难题之一，其本质是由于胰岛β细胞损伤或胰岛素抵抗，导致血液中葡萄糖含量较高，通过服用降糖类药物虽能够达到良好的降血糖效果，但通常伴有一些毒副作用，因此寻找天然无毒副作用的的降糖成分成为研究的热点[1]。植物多酚是一大类以羟基苯酚为特征的异质化合物，主要的多酚亚类包括黄酮类、芪类、酚酸类和木质素类，具有抗氧化、抑菌消炎、抗病毒抗肿瘤和降血糖降血脂等功效[2-7]。
柠檬（Citrus limon （L.） Burm. f.）为芸香科柑橘属常绿小乔木，源产于东南亚，截至2020年全球柠檬产量约为2135万吨[8]。目前柠檬主要用于鲜食或制作成果汁、果酱等产品，产生经济效益的主要是柠檬果肉，柠檬皮通常作为废料被掩埋处理，由于柠檬果皮中含有丰富的营养成分和水分，掩埋后会滋生大量细菌污染周边水源及土壤，破坏环境的同时其营养成分也未得到充分利用，造成了经济损失和资源浪费[9-10]。目前对于柠檬皮的研究主要停留在对芳香油和果胶的提取上，对其功能性研究不够深入，因此本文探究柠檬皮多酚的成分及其调节糖代谢的功能，为今后开发相关产品提高柠檬整体经济效益提供了理论依据，同时也为柠檬加工废物处理提供了新的方案。
1. 材料与方法
1.1 材料与仪器
香水柠檬 海南省万宁市兴隆热带植物园4月采摘；大孔树脂AB-8 天津市光复科技发展有限公司；甲酸、甲醇、乙腈 色谱纯，德国默克公司；人肝癌细胞（HepG2）、DMEM高糖培养基、PBS、0.25%胰蛋白酶-EDTA、青霉素-链霉素（P/S） 苏州美仑生物科技有限公司；胎牛血清（FBS） 哈尔滨市立峰生物工程有限公司；二甲基亚砜（DMSO）、MTT、盐酸二甲双胍 北京博奥拓达科技有限公司；重组人胰岛素（40 IU/mL） 上海碧云天生物技术有限公司；BCA蛋白定量/浓度测定试剂盒 大连美仑生物科技有限公司；葡萄糖测定试剂盒 上海荣盛生物药业有限公司；糖原试剂盒、丙酮酸激酶（PK）试剂盒、己糖激酶（HK）试剂盒 南京建成生物工程研究所；G6Pase Elisa试剂盒、PEPCK Elisa试剂盒 北京诚林生物科技有限公司。
1290 HPLC-G7117B DAD-G6546A QTOF 美国Agilent公司；SW-CJ-2FD净化工作台 上海博迅医疗生物仪器股份有限公司；HERAcell 150i二氧化碳培养箱 美国Thermo公司；Ts2-FL倒置显微镜 日本Nikon公司；UV-1200紫外-可见分光光度计 上海美谱达仪器有限公司；RT-6000酶标仪 深圳雷社生命科学股份有限公司。
1.2 实验方法
1.2.1 柠檬皮多酚的提取和成分分析
1.2.1.1 样品处理及提取
依据黄修晴[11]的方法提取和测定柠檬皮多酚，柠檬去皮，冷冻干燥后粉碎过60目筛，用70%乙醇按料液比1:60，50 ℃超声提取45 min，5000 r/min离心10 min，重复提取3次，合并提取液，50 ℃旋转蒸发至无醇味，将提取物冷冻干燥后配制成500 mL浓度为3 mg/mL的上样液，选用AB-8大孔树脂湿法灌柱，以2 mL/min的流速吸附，用160 mL蒸馏水洗去可溶性糖和杂质，使用70%乙醇溶液以1 mL/min的流速进行洗脱，洗脱液50 ℃旋转蒸发至无醇味，冷冻干燥，得纯度为81.67%的LPP冻干粉，于−20 ℃密封冷冻保存，取少量柠檬皮多酚溶于甲醇，浓度为1 mg/mL，过0.22 μm尼龙滤膜用于后续仪器分析。
1.2.1.2 液相条件
色谱柱Agilent EC-C18（2.7 μm，2.1 mm×150 mm），柱温：45 ℃，流速：0.4 mL/min，进样量：1 μL，DAD检测波长：254 nm、280 nm，波长范围：190~400 nm，流动相A：0.1%甲酸水溶液，流动相B：0.1%甲酸乙腈溶液，以5%流动相A和95%流动相B洗脱60 min。
1.2.1.3 质谱条件
选择Agilent Dual AJS ESI源，进行正离子模式扫描，干燥气温度及流速：300 ℃、5 L/min，雾化器电压：45 psi，鞘气温度及流速：350 ℃、11 L/min，Vcap电压：3500 V，毛细管出口电压：135 V，MS扫描范围：100~1700 m/z，MS扫描速率：4 s。
1.2.2 细胞培养及IR-HepG2细胞模型建立
1.2.2.1 细胞培养
HepG2细胞培养基以89% DMEM培养基+10% FBS+1% P/S配制，37 ℃、5% CO2培养箱中培养，2~3 d按1:3传代[12]。
1.2.2.2 细胞模型建立
取对数生长期细胞，以每孔2×104个细胞接种于98孔板，待贴壁后，用10−6 mol/L的胰岛素作用于HepG2细胞24 h，建立胰岛素抵抗模型[13-14]。
1.2.3 LPP对IR-HepG2细胞葡萄糖消耗量及存活率的影响
参考王梦丽[15]的方法，设空白组（不含细胞）、空白对照组（正常HepG2细胞）、模型组（IR-HepG2细胞）、阳性对照组（0.05 mg/mL二甲双胍）以及LPP样品组（LPP浓度分别为0.1、0.5、1、1.5、2、2.5 mg/mL的完全培养基），分别培养24、48、72 h，采用MTT法[16]测定LPP干预后IR-HepG2细胞存活率，用葡萄糖检测试剂盒测定培养液中葡萄糖的含量，根据公式（1）、（2）计算不同浓度的柠檬皮多酚对IR-HepG2细胞存活率和葡萄糖消耗量的影响。
细胞存活率(%)=对照组吸光度−空白组吸光度样品组吸光度−空白组吸光度×100 (1) ΔM(mmol/L)=m−n (2) 式中：∆M表示葡萄糖消耗量（mmol/L）；m表示空白组葡萄糖含量（mmol/L）；n表示样品组葡萄糖含量（mmol/L）。
1.2.4 LPP对IR-HepG2细胞糖代谢途径的影响
细胞在T25瓶中培养，设立空白组、空白对照组、模型组、阳性对照组（同1.2.3）和LPP组（LPP浓度分别为0.1、0.5、1 mg/mL的完全培养基），经过建模和给药处理后，弃上清，PBS清洗2次，加入1 mL胰酶消化，培养基终止消化后收集细胞。1000 r/min离心5 min弃上清，用PBS清洗。再离心，弃上清，用1 mL PBS重悬，冰水浴条件下200 W超声破碎细胞5 s一次，重复30次，之后−4 ℃冷冻离心取上清，−20 ℃保存备用。采用试剂盒测定LPP对IR-HepG2细胞糖代谢中糖原含量、HK、PK、PEPCCK和G6Pase活性的影响。蒽酮法测定糖原含量；比色法检测HK、PK活性；酶联免疫吸附试验（ELISA）检测PEPCCK、G6Pase活性，具体操作按照试剂盒说明书进行，其含量以蛋白量作为计量单位（参照BCA试剂盒说明书的方法进行测定），评价LPP对IR-HepG2细胞糖代谢的影响。
1.3 数据处理
液质数据用Agilent Mass Hunter Workstation的Qualitative Analysis 10.0软件进行分析；细胞试验每组重复5次，采用Excel 2010、Origin 2019b、SPSS17.0进行绘图及数据分析，采用Duncans’法进行组间差异显著性分析。
2. 结果与分析
2.1 柠檬皮多酚HPLC-QTOF-MS结果分析
根据质谱扫描结果对液相色谱的11个峰进行定性分析，依据样品先经过DAD检测器再进入质谱检测器的原理，与液相色谱图的保留时间相比总离子流色谱图的保留时间会相对延后，图1和图2为正离子扫描模式下的总离子流色谱图与液相色谱图出峰情况，依据液相色谱出峰位置找到相应总离子流色谱图（Total Ion Chromatogram，TIC）出峰位置提取色谱图（Extracted Ion Chromatogram，EIC），获得化合物的分子离子峰（如[M+H]+、[M+Na]+和[M+K]+）信息，根据分子离子峰响应、峰形以及软件自动生成分子式的偏差得到该峰的分子式和母离子，再依据保留时间到MS/MS上寻找相应的母离子被撞击后形成的子离子，根据丢失的碎片数结合相关文献最终推测出物质的结构。
具体的多酚化合物分析以峰9（b）为例，图3（A）为峰9（b）的EIC图，（B）为一级质谱图，（C）为二级质谱图。
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图 3 峰9（b）的EIC图（A）、一级质谱图（B）和二级质谱图（C）Figure 3. EIC spectra (A)、MS spectra (B) and MS/MS spectra (C) of peak 9(b)从图3（A）和（B）中可以看出该组分在存在[M+H]+、[M+Na]+和[M+K]+峰，响应和峰形良好，其母离子为m/z 611.1974，软件自动生成分子式C28H34O15，计算出[M+H]+理论值为m/z 611.1970，实际值与理论值偏差为0.39，图3（C）为母离子m/z 611.1960打碎后得到的碎片离子，子离子峰m/z 303是[M+H-146-162]+得到的，m/z 465是[M+H-146]+得到的，其中m/z 146为鼠李糖基（C6H10O4）、m/z 162为葡萄糖基（C6H10O5），结合软件分析和于国华等[17]的鉴定结果最终推测峰9（b）组分为橙皮苷，通过文献检索比对和软件分析共鉴别出12种物质，结果见表1。本文仅对LPP的成分做了初步推测，为了验证推测成分的准确性，后续需进一步做傅里叶红外光谱分析、核磁共振氢谱分析或者购买标准品进行验证试验。
表 1 LPP成分分析结果Table 1. The results of LPP component analysis序号 保留时间（min） 母离子 子离子 分子式 误差 名称 参考文献 1 3.34 169.0495 93 [M+H-甲氧基-CO-羟基]+ C8H8O4 0.06 香草酸 [18] 2 4.93 355.1024 193 [M+H-葡萄糖]+ C16H18O9 −0.12 新绿原酸 [19] 3 7.70 625.1760 487 [M+H-138]+ C28H32O16 0.56 Chrysoeriol-7-O-（2'-O-mannopyranosyl）allopyranoside − 4 7.93 449.1080 329 [M+H-120]+ C21H20O11 −0.21 荭草素 [20] 5 9.18 433.1131 283 [M+H-阿拉伯糖]+ C21H20O10 −0.85 山奈黄苷 [21] 6 9.19 597.1815 289 [M+H-新橙皮糖]+ C27H32O15 −0.27 圣草枸橼苷 [22] 7 9.37 579.1708 271 [M+H-新橙皮糖]+，
433 [M+H-鼠李糖]+C27H30O14 −0.56 野漆树苷 [17] 8 10.26 463.1233 313 [M+H-阿拉伯糖]+ C22H22O11 −0.4 金雀花素 − 9（a） 11.94 609.1813 301 [M+H-新橙皮糖]+，
463 [M+H-鼠李糖]+C28H32O15 −0.86 地奥司明 [23] 9（b） 11.98 611.1960 303 [M+H-鼠李糖-葡萄糖]+，
465 [M+H-鼠李糖]+C28H34O15 0.39 橙皮苷 [17] 10 12.41 353.0855 147 [M+H-206]+ C16H16O9 0.61 4-甲基-7-乙酰氧基香豆素-β-D-葡萄糖醛酸苷 − 11 24.59 515.2277 161 [M+H-C18H28O8]+，
411 [M+H-C3H4O4]+C28H34O9 −0.2 诺米林 [24] 2.2 LPP对IR-HepG2细胞葡萄糖消耗量及存活率的影响
用0.1~2.5 mg/mL的LPP分别作用于IR-HepG2细胞24、48、72 h，测定葡萄糖含量，如图4。
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图 4 LPP对IR-HepG2细胞葡萄糖消耗量的影响注：相同培养时间条件下，#表示与模型组相比差异显著（P<0.05）；△表示与阳性对照组相比差异显著（P<0.05），未标注表示差异不显著（P>0.05）。Figure 4. Effect of LPP on the glucose consumption of IR-HepG2 cells由图4可知，各组葡萄糖消耗量随时间的增加逐渐降低，出现这个趋势的原因极可能是与细胞活性有关，随着培养时间增加，细胞存活率逐渐下降，利用葡萄糖的能力有所下降[25]。模型组的葡萄糖消耗量在各时间段均显著低于空白对照组，说明细胞出现了葡萄糖代谢异常。与模型组相比，阳性对照组和LPP浓度为0.1~1 mg/mL时的葡萄糖消耗量在各时间段均显著（P<0.05）高于模型组，且在LPP浓度为0.5 mg/mL时葡萄糖消耗量整体达到了峰值，在24 h时最高（4.78±0.13 mmol/L），比模型组的葡萄糖消耗率提高15.1%。与阳性对照相比在LPP浓度为0.1~1 mg/mL时各时段的葡萄糖消耗量与阳性对照差异不显著（P>0.05），说明LPP在这个浓度范围内与0.05 mg/mL的二甲双胍改善胰岛素抵抗的能力相近，因此后续试验的浓度设置在0.1~1 mg/mL。
用0.1~2.5 mg/mL的LPP分别作用于IR-HepG2细胞24、48、72 h，测定细胞存活率，评价LPP在缓解胰岛素抵抗时对IR-HepG2细胞活性的影响，探究LPP的细胞毒性作用，结果见图5。
从图5中可以看出，各组细胞存活率均在80%以上，且样品组随LPP浓度的降低细胞存活率上升，呈现剂量依赖性，说明高浓度的LPP对IR-HepG2细胞有一定的抑制作用。整体趋势表明24 h时细胞存活率高于其他时间组，72 h时细胞存活率最低。24 h可作为LPP改善胰岛素抵抗干预的最佳时间，因此后续试验设置培养时间为24 h[26]。
2.3 LPP对IR-HepG2细胞糖代谢途径的影响
2.3.1 LPP对IR-HepG2细胞糖原含量的影响
人体内糖原主要分为肝糖原和肌糖原，肝脏通过分解、合成肝糖原来调节血糖，维持机体血糖平衡[27]。根据上述试验结果，LPP组设置浓度为0.1、0.5、1 mg/mL，培养24 h后，测定LPP对IR-HepG2细胞中糖原含量的影响，以此来探究LPP缓解胰岛素抵抗调节血糖平衡的能力，结果见图6。
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由图6可知，在培养24 h后，空白对照组的糖原含量最高，模型组糖原含量最低，比空白对照组降低15.2%（P<0.001）；阳性对照组的糖原含量比模型组提高了14.7%（P<0.001），LPP组的糖原含量均显著（P<0.001）高于模型组，且从0.1 mg/mL到1 mg/mL分别高了11.6%、14.1%和10.5%；当LPP浓度为0.5 mg/mL时，糖原含量与阳性对照组差异不显著（P>0.05）。该结果表明LPP在一定浓度范围内能够通过促进IR-HepG2细胞糖原合成，从而发挥调节血糖的作用。KIM等[28]和MALGORZATA等[29]研究发现，绿茶多酚和木瓜多酚通过促进HepG2细胞糖原合成，调节PEPCK的表达，从而发挥调节糖代谢的作用，与LPP调节糖代谢的作用方式一致。
2.3.2 LPP对IR-HepG2细胞HK、PK活性的影响
糖酵解是糖在无氧条件下发生的氧化反应，是体内葡萄糖分解代谢的关键途径，催化糖酵解反应的一系列酶都存在于细胞质内，因此催化反应也在细胞质内进行，HK和PK是糖酵解中的两个关键限速酶，如果能提高这两个酶的活性就可以降低血糖浓度[30]。图7、图8为LPP对IR-HepG2细胞中HK、PK活性影响的测定结果。
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图 7 LPP对IR-HepG2细胞中HK活性的影响Figure 7. Effect of LPP on the activity of HK in IR-HepG2 cells![]()
图 8 LPP对IR-HepG2细胞中PK活性的影响Figure 8. Effect of LPP on the activity of PK in IR-HepG2 cells由图7、图8可知，模型组HK和PK的酶活力分别为27.61±0.18 nmol/min/mg prot和96.77±1.34 U/g prot，均显著低于空白对照组（P<0.001）；阳性对照组与模型组相比，HK和PK的酶活性分别提高了46.8%和16.9%；与模型组相比，LPP样品组从0.1 mg/mL到1 mg/mL HK的活性分别提高了38.1%、44.8%和36.6%，PK的活性分别提高13.7%、16.6%和13.5%，由此可以看出0.1~1 mg/mL的LPP能够显著提高IR-HepG2细胞HK和PK活性（P<0.001），且在浓度LPP为0.5 mg/mL时效果最好。该结果表明在一定浓度范围内LPP能够提高提高糖酵解关键酶活性，加速葡萄糖的利用，从而达到调节糖代谢的作用。符群等[31]的研究发现鸡树条荚蒾果多酚可提高IR-HepG2细胞的HK、PK活性，加快糖酵解，从而减少细胞内源性葡萄糖的产生，虽然鸡树条荚蒾果多酚与柠檬皮多酚组成不尽相同，但是其调节糖代谢的作用途径相同。
2.3.3 LPP对IR-HepG2细胞PEPCK、G6Pase活性的影响
糖异生是体内的生糖反应，能将乳酸、丙酮酸、氨基酸和甘油等非糖物质转化为糖，糖异生主要是在肝脏进行，小部分在肾脏进行，因此通过抑制PEPCK和G6Pase这两种酶的活性可以抑制非糖物质转化为葡萄糖，从而降低血糖浓度，调节血糖平衡[32]。图9、图10为LPP对IR-HepG2细胞中PEPCK、G6Pase活性影响的测定结果。
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图 9 LPP对IR-HepG2细胞中PEPCK活性的影响Figure 9. Effect of LPP on the activity of PEPCK in IR-HepG2 cells![]()
图 10 LPP对IR-HepG2细胞中G6Pase活性的影响Figure 10. Effect of LPP on the activity of G6Pase in IR-HepG2 cells由图9、图10可知，模型组PEPCK和G6Pase的酶活力分别为13.94±0.30和43.87±0.78 IU/g prot，均显著高于空白对照组（P<0.001），说明此时IR-HepG2细胞的糖异生反应高于正常细胞，表现出了糖代谢紊乱现象；阳性对照组与模型组相比，PEPCK和G6Pase的活性分别降低了42.5%和24.3%；与模型组相比，LPP样品组从0.1~1 mg/mL PEPCK的活性分别降低了33.1%、41.2%和18.6%，G6Pase的活性分别降低了20.2%、22.8%和13.3%；0.5 mg/mL的LPP组与阳性对照组相比PEPCK和G6Pase的活性差异均不显著（P>0.05）。该结果表明在一定浓度范围内LPP能够通过抑制糖异生关键酶的活性，减少生糖反应，从而发挥调节糖代谢的作用，且当浓度为0.5 mg/mL时与0.05 mg/mL的二甲双胍具有相似效果。ELUMALAI[33]和JU等[34]研究发现橙皮苷可以增加糖尿病大鼠和小鼠的HK活性，降低G6Pase活性，并能改善其肝组织中的糖原含量，这一结果与本文结论相符，据此可以推测LPP能够发挥调节糖代谢作用可能与其中的橙皮苷成分密切相关。
3. 结论
本试验利用HPLC-QTOF-MS对柠檬皮多酚进行初步成分分析，共分析出12种物质，分别为香草酸、新绿原酸、荭草素、山奈黄苷、圣草枸橼苷、野漆树苷、Chrysoeriol-7-O-（2'-O-mannopyranosyl）allopyranoside、金雀花素、地奥司明、橙皮苷、4-甲基-7-乙酰氧基香豆素-β-D-葡萄糖醛酸苷和诺米林；进一步通过测定柠檬皮多酚对IR-HepG2细胞葡萄糖消耗量的影响，发现在前48 h内浓度为0.1~2 mg/mL的LPP组与模型组比较可以显著提高（P<0.05）IR-HepG2细胞的葡萄糖消耗量，缓解胰岛素抵抗状态，通过测定LPP作用后IR-HepG2细胞的糖原含量、HK、PK、PEPCK和G6Pase的活性来研究LPP调节糖代谢的途径，结果表明，柠檬皮多酚能够显著提高IR-HepG2细胞的糖原含量和糖酵解关键限速酶HK和PK的酶活力（P<0.001），显著降低糖异生关键酶PEPCK和G6Pase的活性（P<0.001），从而达到调节血糖的作用，且当LPP浓度为0.5 mg/mL时，其提高细胞糖原含量、促进糖酵解、抑制糖异生的效果最好。本试验为后续进行体内试验提供了数据支持，为今后开发成功能性产品或添加剂提供了可靠依据。
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图 3 峰9（b）的EIC图（A）、一级质谱图（B）和二级质谱图（C）
Figure 3. EIC spectra (A)、MS spectra (B) and MS/MS spectra (C) of peak 9(b)
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图 4 LPP对IR-HepG2细胞葡萄糖消耗量的影响
注：相同培养时间条件下，#表示与模型组相比差异显著（P<0.05）；△表示与阳性对照组相比差异显著（P<0.05），未标注表示差异不显著（P>0.05）。
Figure 4. Effect of LPP on the glucose consumption of IR-HepG2 cells
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图 7 LPP对IR-HepG2细胞中HK活性的影响
Figure 7. Effect of LPP on the activity of HK in IR-HepG2 cells
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图 8 LPP对IR-HepG2细胞中PK活性的影响
Figure 8. Effect of LPP on the activity of PK in IR-HepG2 cells
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图 9 LPP对IR-HepG2细胞中PEPCK活性的影响
Figure 9. Effect of LPP on the activity of PEPCK in IR-HepG2 cells
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图 10 LPP对IR-HepG2细胞中G6Pase活性的影响
Figure 10. Effect of LPP on the activity of G6Pase in IR-HepG2 cells
表 1 LPP成分分析结果
Table 1 The results of LPP component analysis
序号 保留时间（min） 母离子 子离子 分子式 误差 名称 参考文献 1 3.34 169.0495 93 [M+H-甲氧基-CO-羟基]+ C8H8O4 0.06 香草酸 [18] 2 4.93 355.1024 193 [M+H-葡萄糖]+ C16H18O9 −0.12 新绿原酸 [19] 3 7.70 625.1760 487 [M+H-138]+ C28H32O16 0.56 Chrysoeriol-7-O-（2'-O-mannopyranosyl）allopyranoside − 4 7.93 449.1080 329 [M+H-120]+ C21H20O11 −0.21 荭草素 [20] 5 9.18 433.1131 283 [M+H-阿拉伯糖]+ C21H20O10 −0.85 山奈黄苷 [21] 6 9.19 597.1815 289 [M+H-新橙皮糖]+ C27H32O15 −0.27 圣草枸橼苷 [22] 7 9.37 579.1708 271 [M+H-新橙皮糖]+，
433 [M+H-鼠李糖]+C27H30O14 −0.56 野漆树苷 [17] 8 10.26 463.1233 313 [M+H-阿拉伯糖]+ C22H22O11 −0.4 金雀花素 − 9（a） 11.94 609.1813 301 [M+H-新橙皮糖]+，
463 [M+H-鼠李糖]+C28H32O15 −0.86 地奥司明 [23] 9（b） 11.98 611.1960 303 [M+H-鼠李糖-葡萄糖]+，
465 [M+H-鼠李糖]+C28H34O15 0.39 橙皮苷 [17] 10 12.41 353.0855 147 [M+H-206]+ C16H16O9 0.61 4-甲基-7-乙酰氧基香豆素-β-D-葡萄糖醛酸苷 − 11 24.59 515.2277 161 [M+H-C18H28O8]+，
411 [M+H-C3H4O4]+C28H34O9 −0.2 诺米林 [24] 
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